Инструкция 10-15-21-2006 микробиологические методы выделения и идентификации возбудителей

CLOSTRIDIUM PERFRINGENS

Вегетативные клетки C.рerfringens представлены короткими крупными палочками с обрубленными под прямым углом концами (0,6-1,0х1х1,5 мкм). Отличительные особенности бактерий - строго положительная окраска по Граму и отсутствие подвижности. In vivo образуют капсулу. Бактерии хорошо окрашиваются анилиновыми красителями, в старых культурах могут быть грамотрицательными. Споры крупные овальные расположены центрально или субтерминально. Термоустойчивость спор сероваров В и D относительно невысока, погибают при кипячении в течение 15-30 мин, споры типов А и С более устойчивы и выживают при кипячении в течение 1-6 часов. C.рerfringens типа А относительно толерантна к кратковременным кислородным воздействиям и способна расти в высоких столбиках сред, без герметизации вазелиновым маслом. На плотных средах бактерии образуют S-и R- колонии. S-колонии круглые, сочные, куполообразные, с гладкими ровными краями. Сначала они прозрачные, позднее становятся мутными серовато-белыми, R- колонии неправильной формы, бугристые с неровными шероховатыми краями; в глубине агара напоминают комочки ваты. На агаре с кровью обычно окружены зоной гемолиза. Характерное свойство колоний C.perfringens типа А, служащие дифференцирующим признаком, - способность менять серовато-белый цвет на зеленовато-оливковый после кратковременного пребывания в анаэробных условиях. На желточном агаре бактерии образуют колонии, окруженные зоной перламутрового преципитата, образующегося из лецитина куриного желтка под действием лецитиназы. Культуры C.рerfringens типа А имеют характерный запах масляной кислоты. Оптимум рН 7,2-7,4, но могут расти в интервале 5,0-8,5. На средах содержащих глюкозу рост происходит очень бурно, с образованием Н₂ и СО₂ и заканчивается через 8-12 часов. Первые признаки роста на среде Китт-Тароцци могут проявляться уже через 1-2 часа (особенно при 43⁰С) и проявляются помутнением и появлением пузырьков газа. Бактерии ферментируют углеводы с образование кислоты и газа, От прочих C.рerfringens отличает способность восстанавливать нитраты, расщеплять лактозу, образовывать лецитиназу. Протеолитическая активность слабая: расжижает желатину, не разлагает казеин, интенсивно створаживает молоко. C.рerfringens образует 12 токсинов (ферментов) и энтеротоксинов. Продуцентами энтеротоксина являются бактерии типов А и С, вызывающие пищевые токсикоинфекции.

C.perfringens, типов В, Д, Е вызывают тяжелые энтеротоксемии у мелкого и крупного скота, а также у птиц, можно предполагать их этиологическое значение при пищевых отравлениях у людей, в случае употребления в пищу мяса животных, обсемененных штаммами этих типов.

C.рerfringens типа А вызывает токсикоинфекции легкой и средней степени тяжести. Заболевание развивается остро, с болями в животе, рвотой и диареей (до 20 раз в сутки). Симптомы исчезают в последующие 12-24 ч, летальные исходы наблюдаются редко. Установлено, что при пищевых токсикоинфекциях, вызываемых C.perfringens типа А, основную роль в патогенезе заболевания играет энтеротоксин, вырабатываемый in vivo спорулирующими клетками этих микроорганизмов, которые попадают в желудочно-кишечный тракт при интенсивном обсеменении пищевых продуктов (10⁵ и более в г/см³) указанными бактериями.

C.рerfringens типа С вызывает некротический энтерит. При острых формах болезнь может закончиться смертью пациента, в течение 18-24 ч. Симптомы аналогичны поражениям, вызываемым бактериями серовара А. Пищевые отравления чаще имеют место после употребления готовых мясных блюд, а также продуктов растительного происхождения, которые оказываются значительно обсемененными клетками C.perfringens типа А в результате нарушения правил приготовления и хранения пищи.

Критерии диагностики. При наличии клинических симптомов заболевания результаты бактериологического исследования подтверждают диагноз пищевого отравления, если получены следующие данные анализа: высокая обсемененность C.perfringens (более 10⁵ в г/см³) пищевых продуктов или 10⁶ в 1 г фекалий.

Бактериологические исследования.

Первый день. В пищевых продуктах и материале от больного (исключая кровь) определяют: наличие бактерий C.perfringens и массивность обсеменения этими микроорганизмами, наличие токсигенных штаммов C.perfringens типов А, В, С, D, Е.

В крови больного с явлениями анаэробного сепсиса и материалах от трупа определяют наличие C.perfringens типов А, В, С, D, Е и их специфических токсинов.

Из подготовленных к исследованию материалов (пищевые продукты, рвотные массы, испражнения и др.) готовят разведения на 0,1% пептонной воде до 10^-10.

По 1 мл материала из соответствующих разведений переносят в расплавленную и охлажденную до 45⁰С среду Вильсон - Блер, разлитую по 8-9 мл в пробирки. Можно так же использовать кровяной или желточный агары в чашках. Для этого 1 мл каждого разведения добавляют в 15 мл охлажденного до 45⁰С агара, тщательно перемешивают и разливают в стерильные чашки Петри. После застывания смеси заливают дополнительно стерильным, охлажденным до 45⁰С 2% мясо-пептонным агаром, слоем не менее 2 мм. Инкубируют 6-8 часов в термостате при 45-46⁰С или 20 часов при 37⁰С.

Кроме того, гомогенаты исследуемых материалов засевают в объеме 10-15 мл на любую из жидких сред (Китт-Тароцци и др) разлитых по 70 мл во флаконы.

Каждый образец материала (исключая кровь) вносят в 2 флакона среды, один флакон с посевом прогревают при 80⁰С 20 минут, а другой - не прогревают, затем оба флакона инкубируют при 37⁰С. В условиях прогревания обычно погибает посторонняя микрофлора и часть анаэробов, находящихся в вегетативной форме. Сохраняются споры C.perfringens, которые в этих условиях активно прорастают. В выросших культурах из прогретых посевов в ряде случаев, может находится только C.perfringens, т.е. чистая культура этих бактерий. Кровь, в случае бактериемии, взятая стерильно, будет содержать только вегетативные клетки C.perfringens. Поэтому посев крови производится без прогревания.

Интенсивное газообразование, которое свидетельствует об активном росте культуры, может наблюдаться через 3-6 часов после посева материала, доставленного не позже суток. В этом случае следует проводить бактериологические исследования в первый день. При отсутствии активного роста через 6-8 часов, посевы инкубируют при 37⁰С в течение 18-20 часов.

Второй день. В посевах на среде Вильсон-Блер производят подсчет черных колоний, где имеется от 10 до 30 колоний, или на чашках, где содержится от 20 до 100 колоний с зоной гемолиза, или с зоной опалесценции. Умножают количество колоний на разведение материала в этой пробирке, или чашке Петри. Так, если в 6 пробирке или чашке содержится 30 характерных колоний, обсемененность 1 г (см³) или 1 мл исходного материала будет составлять 30х10⁶. Делают мазки из 3-5 характерных колоний, окрашивают краской для анаэробов или по Граму. Кроме того, 2-4 колонии пересевают на лакмусовое молоко и 3-5 колоний на любые из мясных сред в пробирках для получения чистой культуры.

Определение токсинов следует проводить через 3-6 часов после посева материала на жидкие среды при появлении признаков начала роста культуры (см. первый день исследования), или на вторые сутки, если посевной материал вырастает только через 18-20 часов инкубирования. Из культур на жидких средах, где отмечен рост с газообразованием, готовят мазки, окрашивают по Граму или краской для анаэробов. Те посевы, в которых обнаруживают грамположительные палочки, похожие по морфологии на C.perfringens, проверяют на присутствие специфических токсинов C.perfringens типов А, В, С, D, Е методом реакции нейтрализации с диагностическими сыворотками C.perfringens типов А, В, D, Е на белых мышах весом 16-18 г.

Сухие противоперфрингенс сыворотки перед употреблением разводят дистиллированной водой. В каждую ампулу с сухой сывороткой добавляют по 1 мл воды, при легком встряхивании сыворотка полностью растворяется. Затем сыворотки А, В, D, Е разводят в 10 раз ИХН и в разведенном виде применяют для постановки реакции нейтрализации.

Постановка реакции нейтрализации. Из флаконов в стерильных условиях отбирают по 8-10 мл культуральной жидкости. Оставшуюся культуру во флаконах хранят при температуре 4-10⁰С до окончания исследования. После центрифугирования три 3000-5000 об/мин в течение 30 мин в надосадочной жидкости должны находиться токсины C. perfringens.

Первоначально ставят реакцию нейтрализации токсина в исследуемой жидкости с сывороткой C.perfringens типа А. Для этого в 2 пробирки вносят по 1,5 мл надосадочной жидкости. Затем в 1 пробирку добавляют 0,75 мл антитоксической сыворотки типа А, во 2-ю контрольную - 0,75 мл физиологического раствора. Смесь выдерживают 30 минут при 37⁰С, затем вводят по 0,75 мл в хвостовую вену 2-ум белым мышам весом 16-18 г. Сначала вводят смесь из контрольной пробирки, затем тем же шприцом - смесь из опытной пробирки. Реакцию учитывают через сутки.

Третий день. Просматривают пробирки с посевами на лакмусовом молоке. Появление характерного сбраживания с просветлением сыворотки и образованием сгустка кирпичного цвета является дополнительным подтверждением того, что колонии черного цвета, а также колонии с зонами гемолиза и преципитата на плотных средах, определяющие обсемененность исследуемого материала, относятся к C.perfringens. Учитывают реакцию нейтрализации. Если контрольные мыши пали, а получившие смесь токсина с сывороткой типа А - живы, следует дать заключение, что в исследуемом материле обнаружен C. perfringens типа А, активностью не менее 3 Дlm/мл (для белой мыши) и закончить исследование.

В том случае, если контрольные мыши и получившие смесь токсина с сывороткой типа А пали, следует ставить развернутую реакцию нейтрализации с сыворотками C. perfringens типов В, D, Е. Для выявления штаммов типов D и Е следует проводить активацию протеолитическими ферментами неактивных прототоксинов, вырабатываемых штаммами типов D и Е. Способ приготовления рабочих растворов протеолитических ферментов изложен в главе 11 настоящей Инструкции.

Приготовленный 4% рабочий раствор панкреатина добавляют к надосадочной жидкости в соотношении 1 мл панкреатина к 3 мл надосадочной жидкости.

Для активации также можно пользоваться трипсином; для этого 1% рабочий раствор трипсина добавляют к надосадочной жидкости до концентрации 0,1% (на 1 мл надосадочной жидкости берут 0,1 мл рабочего раствора трипсина).

Смесь токсина с ферментом помещают в термостат при 37° на 1 час, после чего разводят в 3 раза и ставят развернутую реакцию нейтрализации с культуральной жидкостью после активации ферментами для обнаружения токсинов типов D и Е.

Кроме того, ставят реакцию нейтрализации с неактивированной культуральной жидкостью, разведенной в 2 раза для выявления токсинов типов В и С.

Метод постановки развернутой реакции нейтрализации. В пять пробирок разливают исследуемую надосадочную жидкость: в первую и вторую пробирки - по 1,5 мл без активации, в третью, четвертую и пятую - по 1,5 мл жидкости после активации. Добавляют по 0,75 мл антитоксические диагностические сыворотки: в первую пробирку - типа В, в третью - типа D и четвертую - типа Е.

Вторая и пятая пробирки являются контрольными на присутствие токсинов, в них добавляют по 0,75 мл физиологического раствора.

Смеси выдерживают 30 минут при 37⁰С и вводят внутривенно по 0,75 мл двум белым мышам из каждой пробирки. Результаты учитывают через сутки. При наличии токсинов C.perfringens гибнут мыши, получившие раствор из контрольной пробирки. Выживают мыши, получившие смесь токсина с гомологичной сывороткой. Так, если в исследуемом материале находится токсин типа В или типа С, выживут мыши, получившие смесь исследуемой культуры с сывороткой типа В, контрольные мыши падут. При обнаружении токсина нейтрализующегося сывороткой типа В следует считать, что в исследуемом материале содержится C.perfringens типа В либо типа С. Присутствие одного из токсинов типов В, С, D, Е в исследуемом материале в сочетании с характерной клинической картиной дает основание считать, что пищевое отравление вызвано штаммами одного из указанных типов C.perfringens.

Выделение чистой культуры. Чистую культуру C.perfringens необходимо выделять и исследовать в случае нечеткого результата реакции нейтрализации, при наличии в первичных посевах исследуемого материала (т.е. во флаконах) смешанной культуры, где, наряду с C.perfringens, присутствует посторонняя микрофлора.

Чистую культуру C.perfringens можно получить путем пересева на мясные среды в пробирках отдельных характерных колоний (черные на среде Вильсон - Блер, а также окруженные зоной гемолиза, или перламутрового преципитата - на кровяном или желточном агарах). Колонии на плотных средах выростают нa 2-й день исследования при изучении обсемененности материала. Колонии, характерные для C. perfringens, высевают (по 3-5 колоний из посева каждого образца исследуемого материала) на мясные среды в пробирках (см. 2-й день исследований).

Через 18-20 часов в выросших посевах определяют методом микроскопирования наличие однородной культуры с морфологией, характерной для C.perfringens. Пробирки с культурами хранят при 4-10⁰С и используют в дальнейшем для изучения чистой культуры.

Для выделения чистой культуры из трупного материала, который не изучается на обсемененность C.perfringens, следует использовать культуры первичных посевов во флаконах (см. 2-й день исследования, определение токсинов). Для выделения отдельных колоний используют среду Вильсон - Блер, а также кровяной или желточный агары в чашках Петри, куда стерильно вносят 1-2 капли культуры, затем производят рассев на 2-3 чашки шпателем.

Посевы в чашках Петри выращивают в анаэростатах в течение 24 ч при 37⁰С. Выросшие отдельные колонии пересевают на мясную среду.

Для определения типовой принадлежности выделенных штаммов C.perfringens посевной материал из пробирок с мясной средой пересевают в объеме 2-3 мл на одну из жидких питательных сред (Китт-Тароцци) во флаконах.

В выросшей культуре устанавливают присутствие специфических токсинов C.perfringens методом реакции нейтрализации с типовыми антитоксическими диагностическими противоперфрингенс сыворотками типов А, В, D, Е (см. 2-й день исследований).
ГЛАВА 13

CAMPYLOBACTER

Известны более 10 видов возбудителей, из них наибольшее значение в патологии человека имеют C. jejuni, C. coli, C. Fetus (типовой вид). Упрощенная классификация кампилобактерий, согласно приложению 31 к настоящей Инструкции.

Кампилобактериоз – типичная зоонозная инфекция. Важнейшим источником инфекции для человека являются сельскохозяйственные животные и домашние птицы, среди которых лидирующее положение занимают коровы и куры. Возможно также заражение от кошек, собак, декоративных птиц. Заболевания человека, при которых в роле этиологического агента выступают бактерии рода Campylobacter подразделяют на 4 группы: поражения пищеварительного тракта (диарея, гастроэнтерит, энтероколит); генерализованные и/или локализованные некишечные формы инфекции (артрит, септический тромбофлебит, менингит, септицемии); перинатальные инфекции; заболевания ротовой полости. Наибольшее значение кампилобактерии имеют как возбудители диарейных заболеваний.

Заражение от человека к человеку происходит редко, главным образом при несоблюдении правил личной гигиены. Кампилобактериоз регистрируется как в виде спородических заболеваний, так в виде вспышек. Ведущую роль при этом играют пищевой и водный пути передачи. Наибольшее значение среди факторов передачи кампилобактериозной инфекции имеют мясопродукты. Роль молока, как возможного фактора передачи при кампилобактериозной инфекции подтверждена многочисленными эпидемиологическими данными. К роду Campylobacter относятся грамотрицательные спирально изогнутые вокруг длинной оси извитые формы, длиной 0,5-5,0 мкм и шириной 0,2-0,5 мкм, существующие в виде одиночных, так и попарно расположенных, не разошедшихся после деления клеток, напоминающих «крылья чайки». Не образуют спор и капсул, обладают одним, двумя полярно расположенными жгутиками, обеспечивающими высокую подвижность «шпорообразным» характером движения, каталазопозитивные. Микроэрофилы растут в атмосфере, богатой СО₂, с пониженным содержанием кислорода. Оптимальная атмосфера инкубации 5-7% О₂, 10% СО₂, 83-85% N₂. Микроаэрофильные условия могут быть созданы с помощью газогенерирующих, каталитических газогенерирующих и безкаталитических газогенерирующих пакетов, анаэростатов, «свечного сосуда». Аэротолерантность кампилобактеров повышается при введении в состав питательных сред, добавок связывающих супероксид-ион и другие активные формы кислорода. К ним относятся кровь, активированный уголь, FBP – добавки. FBP – добавка: железа II сульфат, натрия пируват, натрия метабисульфит в концентрации 0,25% каждой из солей.

Культуральные свойства: на жидких средах – легкое помутнение среды. На полужидких - диск на расстоянии 3-5 мм от поверхности. На плотных средах два типа колоний, колонии первого типа – крупные, неправильной формы, влажные, блестящие («капли конденсата»), колонии второго типа – мелкие, округлые, приподнятые с ровными краями.

Питательными основами для выращивания кампилобактер являются: агар Мюллера-Хинтона, Колумбийский агар, триптозный агар для бруцелл, эритрит агар и др.

При проведении идентификации используют температурный тест: 25⁰С, 37⁰С, 42⁰С, каталазный и оксидазный тест, окраску по Грамму кристаллвиолет или 1% раствор фуксина, гидролиз гиппурата, индоксилацетата, резистентность к цефалотину и налидиксовой кислоте.

Лабораторная диагностика кампилобактериоза.

Принципы микробиологической диагностики включают бактериоскопические, бактериологические и серологические методы. Материалом для исследования являются: испражнения, кровь, вода, молоко и различные пищевые продукты. Основным методом лабораторной диагностики является бактериологический метод.

Сбор и транспортировка исследуемого материала.

По уровню чувствительности к дезифектантам кампилобактеры близки к кишечной палочке. Натрия гипохлорид в концентрации 1,25мг/л, 0,15% фенольных соединений, йодоформ в в концентрации 10мг/л, 70% этиловый спирт, 0,125% глютаровый альдегид вызывают гибель C. jejuni в течение 1мин, поэтому предметы ухода за больными, откуда осуществляется забор образцов нативных фекалий (подкладные судна, горшки и др), после дезинфекционный обработки следует тщательно промыть водой.

При острых кишечных инфекциях для исследования на кампилобактериоз забирают нативные испражнения, или содержимое прямой кишки с помощью ректальной петли. Исследоване испражнений, полученных путем естественной дефекации, является предпочтительным, так как объем материала больше, чем при использовании ректальной петли, что способствует лучшему сохранению кампилобактеров. Если доставка материала производится в течение 1 ч можно обойтись без транспортных питательных сред. Если более 1 ч необходимо использовать транспортные среды (Кэри-Блэра, Амиса), соотношение материала к среде 1:3-1:5.

Забор материала следует проводить в возможно ранние сроки от начала заболевания, до начала антибактериальной терапии, а также на протяжении заболевания для контроля эффективности лечения. Применение транспотртных сред при использовании ректальных петель обязательно. Микроскопическое исследование тонкого мазка, окрашенного 1% раствором фуксина в течение 10-30 с или окраска кристаллическим фиолетовым позволяет быстро обнаруживать спиралевидные или S - образные бактерии. Возможно применение фазово-контрастной микроскопии суспензий фекалий в жидкой среде.

Выделение Campylobacter из фекалий. Протокол выделения Campylobacter их фекалий согласно приложению 32 к настоящей Инструкции.

Пробу фекалий 1 мл или 1 г эмульгируют в 9 мл физиологического раствора. Затем производят посев на селективную среду (кровяной эритрит-агар (далее КЭА), угольный эритрит-агар (далее УЭА)) и др. коммерческие среды. Инкубируют при 42⁰С от 1 до 5 дней в микроаэрофильных условиях с ежедневным учетом роста. На средах без крови: колонии серые и коричневые с металлическим блеском или без него. На средах с кровью: серые или коричневые. Из подозрительных колоний готовят мазки и окрашивают по Граму, изучают подвижность методом «раздавленной и висячей» капли, проводят тест на оксидазу, каталазу, тест на КОН, гидролиз гиппурата, индоксилацетата. Обнаружение в мазках типичной для кампилобактерий морфологии является основанием для пересева материала на поверхность селективной среды для накопления чистой культуры. Посевы инкубируются при 42⁰С в течение 48 часов в микроаэрофильных условиях. Из материала выделенных культур готовят мазки и окрашивают их по Граму, затем изучают подвижность культуры методом «раздавленной или висячей» капли. Кампилобактериям свойственна высокая подвижность, движение его носит стремительный, мечущийся из стороны в сторону характер, «шпорообразно» ввинчивающийся в окружающую среду.

Тест на оксидазу. Нанести колонию на влажный диск (для определения оксидазы), помещенный на стекло. Появление синей окраски в течение 10 секунд расценивается как положительный результат.

Тест на каталазу. Растереть несколько колоний на предметном стекле, добавить 1-2 капли 3% перекиси водорода, перемешать. Появление пузырьков свидетельствует о продукции каталазы. Снимая колонию с агара, содержащего кровь, во избежание ложноположительной реакции постараться не касаться агара.

Метод тяжа (тест с КОН). Каплю 3% раствора КОН смешать с колонией микроорганизма на предметном стекле, затем потянуть петлю снизу вверх. Появление длинных нитей, тянущихся вслед за петлей означает положительную реакцию.

Тест на резистентность к налидиксовой кислоте, цефалотину. Материал суточной культуры исследуемого штамма, выращенного на среде без антибиотиков, инокулируется (посев штрихом или бляшкой) на поверхность эритрит-агара с 5% крови, FBР добавками с 30мг/л налидиксовой кислоты (цефалотина). Посевы инкубируются при 37⁰С в течение 72 часов в микроаэрофильных условиях. Наличие роста в зоне инокуляции свидетельствует о резистентности культуры к налидиксовой кислоте (цефалотину). Тест можно реализовать при наличии стандартных дисков с цефалотином и налидиксовой кислотой (концентрация по 30мкг на диск).

Температурный тест. При постановке этого теста определяется способность штамма к росту 25, 37, 42⁰С. Постановка температурного теста возможна как на плотной, так и на полужидкой среде. Посев культуры производят в столбик полужидкого агара, в 3 пробирки, после чего одну инкубируют при 25⁰С, вторую при 37⁰С, третью при 42⁰С. Посевы инкубируют в микроаэрофильных условиях в течение 48 часов.

Тест на гидролиз гиппурата. Взять несколько колоний 18-24 часовой культуры, проэммульгировать в пробирке с раствором гиппурата, чтобы получить чистую суспензию. Хорошо перемешать и инкубировать при 37⁰С в течение 2 ч на водяной бане. Вновь перемешать и затем по стенке пробирки осторожно наслоить на поверхность питательной среды 200мл 3,5% раствора нингидрида, вновь инкубировать 10 мин при 37⁰С на водяной бане и учесть реакцию.

Тест на гидролиз индоксилацетата. Приготовленную заранее сухую бумажную полоску, пропитанную индоксилацетатом смочить стерильной дистиллированной водой, избыток воды удалить стерильным ватным тампоном, затем нанести на полоску колонию Campylobacter. Появление в течение 5-10 мин сине-зеленой окраски указывает на положительнкю реакцию.

Биохимическая характеристика видов Campylobacter представлена в приложении 33 к настоящей Инструкции.

Метод фильтров. Метод основан на активной подвижности Campylobacter в полужидких средах. Используются мембранные, ацетатно-целлюлозные с порами 0,45 или 0,65 μм ядерные, трековые фильтры.

Первый день. Приготовить чашку Петри со средой КЭА, Мюллер-Хинтон с добавлением 5% крови, положить стерильный фильтр (0,45 или 0,65 мм) на поверхность свежеприготовленного агара и оставить его для пропитывания. Нанести пипеткой 6 капель суспензии (1:10 пробы фекалий в физиологическом растворе). Выдержать посев при 37⁰С 30-45 мин (для пассивной фильтрации). Осторожно убрать фильтр и инкубировать в микроаэрофильных условиях в течение 5 суток при 37⁰С с ежедневным учетом роста.

Второй день. Из подозрительных колоний готовят мазки, окрашивают по Граму. Подозрительные колонии пересевают на Колумбия агар с 5% кровью и инкубируют в микроаэрофильных условиях при 42⁰С в течение суток. Дальнейшая идентификация проводится как описано выше.

Выделение Campylobacter из продуктов и воды, согласно приложению 34 к настоящей Инструкции.

Проба продукта или воды 1 г или 1 мл (10г-10мл; 25г или 25мл). Соотношение количества пробы к объему среды обогащения должно составлять 1:9, чем большее количество посевного материала, тем большая вероятность выделения кампилобактер.

Первый день. Гомогенизируют пробу в бульоне Престона. Затем пробирки (флаконы) инкубируют (обогащение) при 42⁰С в микроаэрофильных условиях 24 часа.

Второй день. Проводят пересев со среды обогащения на селективную среду (КЭА, УЭА) и инкубируют при 42⁰С в микроаэрофильных условиях 1-5 суток с ежедневным просмотром результатов.

Дальнейшая идентификация проводится с помощью фенотипических тестов и биохимических характеристик.

Серологическая диагностика заболеваний вызываемых кампилобактером.

Антигенная структура кампилобактерий представлена Н-Аг и О-Аг, а также кислоторастворимыми белковыми фракциями, имеющими ведущее значение в серотипировании. Н-Аг – термолабильные, разрушаются нагреванием при 75-100⁰С, О-Аг- термостабильные – выдерживают кипячение в течение 2,5ч. В практике используется реакция непрямой гемагглютинации, коагглютинации, иммунноферментный анализ, иммунноэлектрофорез, латекс-агглютинация. Экспресс-диагностика включает постановку РИФ со специфическими люминесцентными сыворотками. Молекулярная идентификация основана на ПЦР и позволяет выявить многие виды Campylobacter редко встречающие или плохо культивируемые. Преимуществом ПЦР над методами культивирования является прямое выявление и идентификация вида микроорганизма из пробы, но этот метод не позволяет провести серотипирование или определить чувствительность к антибиотикам.