Научная и учебная работа на кафедре гидробиологии. Научные знания для целей социально-экономического развития и безопасности России

Литература

2. Крупина М.В. Содержание тяжелых металлов в раковинах мидий Mytilus edulis японского моря // Ecol.Stud.Haz.Sol., Т. 10. 2004. С.50

3.Остроумов С.А. Загрязнение, самоочищение и восстановление водных экосистем.М.:МАКС Пресс. 2005.100 с.

4.Сорокин Ю.И. Сообщества коралловых рифов. В кн.: Виноградов М.Е. (ред.) Биология океана. Т. 2 (всего 400 с). М.: Наука. 1977, с.133-155.

5.Хорн Р. Морская химия. М.: Мир, 1972. 400 c.

6.Шульман Г.Е., Финенко Г.А. (ред.) Биоэнергетика гидробионтов. Киев: Наукова думка. 1990. 248 с.

Работа с моллюсками проводилась по следующему плану:

1. Моллюски подвергали воздействию среды, загрязненной ртутью (инкубация в водной среде с добавленной солью ртути). При этом проверяли фильтрационную активность моллюсков по сравнению с контролем (эта часть работы выполнена С.А.О., результаты опыта описаны отдельно).

2. Затем моллюсков инкубировали в чистой воде.

3. Моллюсков переносили в новую водную среду (вода без поллютантов), добавляли водоросли, проводили инкубацию. Одновременно ставили контроль, где инкубировали в сходных условиях другую выборку моллюсков, не контактировавших со ртутью.

4. Собирали пеллеты в обоих вариантах (выполнено совместно С.А.О и А.А.С.).

5. Определяли массу пеллет (выполнено совместно С.А.О и А.А.С.).

6. Подсчитывали удельное образование пеллет в расчете на единицу массы моллюсков.

Более подробное описание работы. Как уже отмечено, сначала проводили опыты по характеристике фильтрации воды Mytilus galloprovincialis. Сравнивали варианты опыта, в которых в воду добавляли соль ртути (HgSO₄ 10 мг/л), с контролем, где использовали чистую морскую воду без добавок соединений ртути (стадия 1 вышеуказанного плана). В сосуды вносили суспензию водорослей Monochrysis lutheri [= Pavlova lutheri (Droop) Green 1975], выращенную на среде Голдберга (Кабанова 1968).

Моллюски инкубировали в течение 55 мин при 26.6°С. Затем воду слили, моллюски промыли и хранили в чистой морской воде 3 ч при 15°С (стадия 2 вышеприведенного плана).

Затем обе группы мидий дважды промыли в чистой морской воде и перенесли в новые объемы чистой морской воды.

C целью получения пеллет в сосуды с моллюсками добавили суспенцию водорослей Monochrysis lutheri (Pavlova lutheri), затем в течение 70 мин. проводили инкубацию (температура 25°С) моллюсков в объеме 300 мл в каждом сосуде (стадия 3). Общая биомасса 10 моллюсков составляла 70.8 г (сырая масса с раковинами) в варианте, где моллюски ранее контактировали с добавленной ртутью. В контрольном варианте, где моллюски не контактировали со ртутью, биомасса 10 моллюсков составляла 64.8 г (сырая масса с раковинами).

В контрольном сосуде, где находились мидии, не контактировавшие со ртутью, после 70 мин инкубации в результате фильтрации воды и отфильтровывания из нее водорослей на дно поступили зеленые пеллеты. В другом сосуде, где мидии претерпели контакт со ртутью, зеленых пеллет практически не было; мутность и зеленоватая окраска воды (вследствие наличия суспензии водорослей) практически не уменьшалась в течение опыта.

Пеллеты со дна сосуда (после инкубации мидий, не контактировавших с загрязненной ртутью водой) собрали автоматической пипеткой с пластиковым носиком (0.2 мл), срезанным наискось для увеличения площади сечения отверстия (стадия 4 вышеуказанного плана). Пеллеты были перенесены в тефлоновую пробирку объемом 0.5 мл для микропроб. В этой пробирке суспензию пеллет центрифугировали на центрифуге PPW-310 (Польша; ротор радиусом 72 мм), 3 тыс. об/мин, 15 мин.

После центрифугирования получен зеленый осадок. Осадок перенесли на покровное стекло и взвесили. Сырая масса суммы пеллет составила 81 мг. Затем пеллеты были высушены на том же стекле. Сушка проводилась сначала на воздухе при 27-28°С в течение 24 ч. После этого вес пеллет составил 19 мг. Затем пеллеты сушили в суховоздушном термостате ZSK-2 KBC G-100/250 (Premed, Польша) при 85°С 4 ч плюс несколько часов в процессе остывания термостата. Вес пеллет после этого 18 мг. Затем пленка пеллет была подвергнута еще одному просушиванию при 85°С, 4 ч. После этого вес пленки был опять 18 мг. Результаты опыта сведены в таблицу.
Табл. Вес пеллет, полученных после инкубации, и расчет удельного образования пеллет в расчете на единицу веса моллюсков

Измеряемые величины	Контрольный сосуд: инкубация моллюсков, не контактировавших со ртутью	Опыт: сосуд, где вели инкубацию моллюсков, на которые подействовала ртути
Биомасса моллюсков (сырой вес с раковинами)	64.8 г	70,8 г
Сырая масса пеллет после инкубации в течение 70 мин	81 мг	ниже уровня, доступного для измерения в условиях опыта
Сухая масса пеллет (режим сушки описан выше в тексте)	18 мг	то же
Сырая масса пеллет полученных от 1 г биомассы мидий (сырой вес мидий с раковинами), результат расчета	81: 64.8 = 1.250 мг/г (или 1.25 г от 1 кг мидий)	то же
Сухая масса пеллет полученных от 1 г биомассы мидий (сырой вес мидий с раковинами), результат расчета	18 : 64.8 = 0.278 мг/г (или 0.28 г от 1 кг мидий)	то же

Авторы благодарят Г.Е.Шульмана и других сотрудников ИНБЮМа за помощь в проведении работы.

Литература.

Кабанова Ю.Г. 1968. Океанический фосфор как источник питания фитопланктона // Труды ин-та океанологии. 1968. Вып.1. с. 16-24.

ИЗУЧЕНИЕ ТОЛЕРАНТНОСТИ МАКРОФИТА Najas sp. ПРИ ВОЗДЕЙСТВИИ ДОДЕЦИЛСУЛЬФАТА НАТРИЯ В УСЛОВИЯХ РЕКУРРЕНТНЫХ ДОБАВОК В ТЕЧЕНИЕ ПЕРИОДА ВРЕМЕНИ БОЛЕЕ ДВУХ МЕСЯЦЕВ

Остроумов С.А., Соломонова Е.А.

Для оценки допустимой нагрузки синтетических ПАВ на систему с макрофитами необходимо располагать информацией о толерантности растений к данному виду ксенобиотиков. Такую информацию можно получить лишь на основе экспериментальной работы. Пример опыта, дающего некоторую информацию о толерантности макрофита (на примере Najas sp.) к ПАВ додецилсульфату натрия (ДСН) в условиях опыта, длящегося более 2 месяцев (83 дня), приведен в таблице ниже. В этом опыте использован метод повторных (реитерационных, рекуррентных) добавок ксенобиотика, предложенный нами ранее (Остроумов, 2006).

Методика. В сосуды с предварительно отстоянной в течение 48 часов водопроводной водой (объем 1,2 л) помещали 4 стебля, суммарной биомассой 4,5 ± 0,5 г (сырой вес). Приготовленный исходный водный раствор ДСН (концентрация 2 мг/мл) добавляли в сосуды с интервалом 48 часов между добавками в течение 83 суток. В восьми вариантах объем добавленного раствора при одноразовой добавке составлял: 0,20; 0,30; 0,50; 1,00; 5,00; 10,00; 30,00; 60,00 мл. Приращение концентрации ДСН после каждой индивидуальной добавки составило: 0,33; 0,50; 0,83; 1,67; 8,33; 16,66; 50,00; 100,00 мг/л, соответственно. Опыт проводился при комнатном освещении, в весенне-летний период (опыт начат 1 апреля), при температуре воды в сосудах 21,5°С ± 1,5°С.

Результаты. Состояние растений при различных концентрациях добавленного ДСН охарактеризовано в таблице 1.

При поступлении в воду ДСН в суммарном количестве 141,6 мг/л (за период 39 сут) наблюдали гибель макрофитов. При поступлении ДСН в несколько большем суммарном количестве 233 мг/л наблюдали гибель через меньший период времени (32 сут). При поступлении ДСН в еще большем суммарном количестве 400 мг/л гибель происходила всего лишь через 8 сут.

С другой стороны, выявлен режим добавок, при котором система выдерживала длительную нагрузку поступающего в нее ксенобиотика.

Так, из таблицы видно, что поступление в сосуды с макрофитами Najas sp. в течение 83 сут ДСН до 60 мг/л (суммарно, в форме 36 повторных добавок, при каждой из которых вносили 1,67 мг/л) не вызывало гибели макрофитов. По-видимому, указанная нагрузка на систему с макрофитами Najas sp. находится в пределах диапазона толерантности в условиях данного опыта, включающего указанный режим поступления ксенобиотика на протяжении более двух с половиной месяцев.

Литература

Остроумов C.А. Биологические эффекты при воздействии поверхностно-активных веществ на организмы. М.: МАКС-Пресс. 2001. 334 с.

Остроумов С.А. Модельная система в условиях рекуррентных (реитерационных) добавок ксенобиотика или поллютанта: инновационный метод изучения толерантности, ассимиляционной емкости системы, предельно допустимых поступлений загрязняющих веществ и потенциала фиторемедиации. 2006. Ecol. Studies, Haz., Sol. (см. выше в этом сборнике).

McCutcheon S., Schnoor J. Phytoremediation: Transformation and Control of Contaminants. (Environmental Science and Technology: A Wiley-Interscience Series of Texts and Monographs). Hoboken, New Jersey: Wiley. 2003. 987 p.

ГУ Московский «ЦГМС – Р»¹, Географический факультет МГУ

им. М.В. Ломоносова², e-mail: gorshk@yandex.ru.

Основными источниками загрязнения поверхностных вод р. Москвы и малых рек и ручьев ее водосбора являются: поверхностный сток с селитебных территорий города, промплощадок и с/х земель, а также сточные воды промышленных предприятий. Динамика изменения качества воды р. Москвы за последние годы показывает, что качество воды в верховье р. Москвы (г. Звенигород – п. Ильинское) постепенно меняется от умеренно загрязненных к грязным (классификация МосЦГМС).

Качество воды в реке Москве не удовлетворяет требованиям, предъявляемым к рыбохозяйственным водоёмам по многим параметрам. Превышены ПДК_р.х. по цветности, мутности, биохимическому потреблению кислорода (БПК), химическому потреблению кислорода (ХПК), ионам аммония, нитратам, фосфатам, ионам металлов, нефтепродуктам (НП) и др. На основе данных мониторинга за 2001 г. по 6 показателям (NH₄, Cu²⁺, Zn²⁺, НП, АПАВ, фенолы) был рассчитан ИЗВ₆ (индекс загрязнения вод) и составлены сезонные карты загрязнения поверхностных вод р. Москвы.

Для более детального анализа степени загрязнения и способности к самоочищению р. Москвы был использован коэффициент отношения концентраций окисленной и восстановленной форм азота ([NO₃^-]:[NH₄⁺]), значения которого для р. Москвы в весенний и осенний период составляют 0,7 – 10. Сезонные колебания значений данного коэффициента на всем протяжении реки отражают определенные типы природопользования, аэрацию водосбора и способность водоема к окислительному самоочищению. Для осеннего и весеннего периода значения этого коэффициента, рассчитанного по данным мониторинга поверхностных вод отражают динамику поступления загрязняющих веществ с поверхностным стоком и сезонную аэрацию воды, как в черте города, так и на пригородных территориях.

Изучены гидрологическая обстановка, проведены сборы зоопланктона и контрольные траления рыб в сентябре 1985 г. в сравнительно узком районе между экономическими зонами Чили и островами Сан-Феликс и Хуан-Фернандес.

На исследованной акватории биомасса сестона варьировала от 100 до 1000 мг/м³ , высокие значения отмечены в районе 22-23⁰ ю.ш. и 74-75⁰ з.д. за счёт скопления сальп (Salpa fusiformis, S. maxima, S. aspera, Thalia longicauda, Ritteriella picteti). Биомасса кормового зоопланктона составляла 100-200 мг/м³. Высокая биомасса зоопланктона отмечена и в районе 22⁰ ю.ш. и 76⁰ з.д. – 300-500 мг/м³, а численность – 1230 экз./м³ (Eucalanus subtenuis 80 экз./м³, E. crassus 80, Clausocalanus furcatus 200 экз./м³).

Представляют интерес два пятна высокой биомассы в районе 29⁰, 30-31⁰ ю.ш.– 76⁰ з.д. – 300-500 мг/м³, где в составе кормового зоопланктона превалировали копеподы: E. crassus, E. inermis, Nannocalanus minor, Calanus tenuicornis. Резкое повышение биомассы в 100-метровом слое происходит за счёт увеличения численности E inermis, который доминировал в обеих пятнах и представлен взрослыми и копеподитами последних стадий. Наиболее интенсивно он размножается в зонах апвеллинга прибрежных вод, куда выносится Перуанским течением. Биомасса зоопланктона возрастает за счёт щетинкочелюстных (Sagitta enflata, S. minima) и евфаузиид (Euphausia mucronata, E. tenera, E. eximia). В местах скопления зоопланктона обнаружены скопления рыб-планктофагов, в том числе ставриды Trachurus symmetricus, в желудках которой обнаружены E. mucronata, E. eximia, Scolecitrix brady, Euchaeta longicornis, N. minor, E. subtenuis, Paracalanus sp., Acartia tonsa, Oncaea venusta.

Мезозоопланктон в исследуемом районе носит зрелый характер и состоит из неритических (Penilia avirostris, Evadne spinifera, Centropages brachiatus, Acartia tonsa), дальне-неритических и океанических видов. Вынос неритических видов происходит с Перуанским течением.

Таким образом, в сравнительно небольшом по протяжённости районе между экономическими зонами Чили и островами Сан-Феликс и Хуан-Фернандес наблюдается высокая биомасса и численность зоопланктона, а также скопления рыб-планктофагов.

К настоящему времени в экологии микроорганизмов используется несколько методов определения численности бактерий в природных субстратах (водах, почве, илу). Широко распространенными являются методы установки стекол обрастания Холодного или учета на питательных средах. Однако ни один из способов получения данных не может пока претендовать на универсальность вследствие либо недостаточной чувствительности, либо длительной подготовки проб и трудоемкости подсчета, а также субъективности исследователя.

Мы предлагаем к рассмотрению метод отбора проб, разработанный для альгобактериальных сообществ литоральных ванн, который, на наш взгляд, позволяет избежать некоторых недостатков перечисленных методов. Нами было разработано устройство на основе мультидозатора « Eppendorf Multipette 4780». Устройство состоит из трех узлов: штока с поршнем, корпуса и удлинителя. Шток и корпус изготовлены из нержавеющей стали и повторяют устройство стандартного типса мультидозатора из пластика, но в нашем случае оно позволяет уменьшить минимальный объем раскапывания до 5 мкл. Удлинитель изготовлен из никелевой трубки. При отборе пробы он вертикально закреплялся и плавно опускался микровинтом в исследуемую зону. Отобранная проба раскапывалась по 5 мкл на фильтры «Sinpor», с диаметром пор 0,23 мкм. Фильтры обрабатывались и красились по стандартной методике. Затем производился прямой подсчет микроорганизмов под микроскопом с фазово-контрастным устройством и масляной иммерсией.

Испытания пробоотборника в лабораторных условиях показали, что его воздействие на пространственную структуру сообщества микроорганизмов минимально. Использование данного устройства в полевых условиях дало возможность изучить тонкое вертикальное распределение микроорганизмов в бактериальном сообществе. Сравнение данных по численности и видовому составу, полученных методом посева, с помощью стекол обрастания и пробоотборника, выявило следующие различия: на стеклах обрастания идентифицировано 14 видов микроорганизмов; посевом – 16 видов, а с помощью пробоотборника 20 видов. Существенно различались данные по вертикальному распределению микроорганизмов, полученные методом стекол обрастания и с помощью пробоотборника.

Данные, полученные с использованием пробоотборника, позволяют более полно описывать видовую и пространственную структуру альгобактериальных сообществ литоральных ванн.

СПЕКТРОСКОПИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛЕННОСТИ ПУРПУРНЫХ СЕРНЫХ БАКТЕРИЙ CHROMATIUM SP. В КУЛЬТУРЕ

(1) Ростовцева Е.Л., (2) Пацаева С.В., (2) Милюков А.С.,

(2) Южаков В.И.

119899, Москва, Ленинские горы, биологический факультет (1), физический факультет (2) МГУ.

В экологии микроорганизмов важную роль играет разработка чувствительных методов, которые адекватно регистрируют изменения, происходящие в микробных сообществах в естественной среде обитания. Основные способы учета численности микроорганизмов сводятся к модификации двух методов: прямой счет клеток под микроскопом и учет по посевам. Для диагностики фитопланктона in situ в настоящее время применяются методы дистанционного зондирования, основанные на регистрации флуоресценции хлорофилла. Для фототрофных бактерий использование данной методики связано с определенными трудностями, поскольку пигментный состав данных микроорганизмов может различаться количественно и качественно в пределах одного вида в зависимости от условий обитания.

В нашем эксперименте мы исследовали интенсивность флуоресценции клеток Chromatium sp. В зависимости от их численности в культуре. Спектры люминесценции измерялись на флуориметре Jobin Yvon 3CS в стандартных кварцевых кюветах. Количественный учет бактерий проводился путем прямого счета по стандартной методике. Интенсив-ность флуоресценции измерялась для культуры Chromatium sp. В экспоненциальной фазе роста и в стационарной фазе.

Интенсивность флуоресцен-ции для культуры в экспоненциаль-ной фазе представлена на рисунке.

При увеличении численности до 2 млн. клеток/мл интенсивность флуоресценции линейно возрастает, а затем выходит на насыщение. Интенсивность флуоресценции для культуры в стационарной фазе роста так же линейно возрастает. Но при этом наблюдается превышение интенсивности УФ полосы над синей, в то время как в экспоненциальной фазе интенсивность синей полосы превышает УФ.