Диссертация на соискание ученой степени кандидата



бет5/10
Дата16.06.2016
өлшемі9.67 Mb.
түріДиссертация
1   2   3   4   5   6   7   8   9   10

L.Bailey [192] установил идеальную температуру для роста гриба – 35 °С. Согласно данным Z.Glinski; et. al. [209, 210] прорастание спор гриба происходит при температуре 25-30 °С и относительной влажности 92,5 %. Р.Ендреяк [29] при культивировании гриба Ascosphaera apis определил, что наиболее активное развитие данного возбудителя происходит при температуре 30-32 °С и относительной влажности 57-70 %.

Для борьбы с аскосферозом пчел в течение длительного времени изыскиваются средства различных групп химических соединений. К ним относятся нистатин, актидион, холиновая соль глюкозилполифунгина, тиабендазол, фунгизон, гризеофульвин, ундециловая кислота и др. [211]. По мнению А.Тошкова с соавт. [160] и Г.Н.Михальцевич с соавт. [104], лечение анти­биотиками гнильцовых и парагнильцовых поражений расплода вызывает дисбактериозы, к которым присоединяются микозы пчел. Ряд ученых [27, 48, 63, 64, 99] рекомендуют использовать препараты на основе йода и его соединений для борьбы с аскосферозом и аспергиллезом пчел.

Одним из главных условий предупреждения и ликвидации микозов пчел, учитывая высокую устойчивость спор их возбудителей к физическим и химическим факторам, является своевременное и правильное выполнение ветеринарно-санитарных мер на пасеках, среди которых дезинфекция ульев, сотов, инвентаря имеет большое практическое значение.

При аскосферозе, аспергиллезе дезинфекции подвергаются деревянные и металлические части, предметы пчеловодного инвентаря и оборудования. Существует несколько видов дезинфектантов. Так, с помощью 10 %-ного раствора перекиси водорода с 0,5 %-ной муравьиной кислотой из расчета 0,5 л/м2 проводят обработки ульев двукратно при экспозиции 6 часов. Пригодные для использования соты обильно орошают до полного заполнения каждой ячейки 3 %-ным раствором перекиси водорода с добавлением 0,5 % муравьиной кислоты. Через 4 часа их промывают и высушивают. Сильно пораженные мицелием грибов соты перетапливают на воск, вытопки и мерву сжигают. Топленый воск и пасечную мерву тщательно упаковывают в ящики или деревянные бочки, которые предварительно с внутренней стороны выстилают бумагой или полиэтиленовой пленкой разового пользования. После упаковки сырье маркируют как «зараженное», указывают в ветеринарном свидетельстве адрес хозяйства (пчеловода-любителя), вид неблагополучия пасеки по тому или иному заболеванию и отправляют на воскозавод для использования на технические цели или автоклавируют при температуре 127 °С в течение 2 часов в случае необходимости изготовления вощины. Мед, полученный от пчелиных семей неблагополучных пасек, хранят в плотно закрытой посуде и реализуют только для пищевых целей. Использование его для подкормки пчел запрещается [62, 99, 140].

Высокая устойчивость возбудителей микозов пчел отмечена к ряду химических соединений (щелочи, кислоты, альдегиды, перекиси и другие). Это подтверждается увеличением времени экспозиции при применении перечисленных препаратов.

Высокую обеззараживающую активность в ходе лабораторных и производственных испытаний проявили солянокислый раствор однохлористого йода (препарат 74-Б), гипохлор, перекись водорода с му­равьиной кислотой, глутаровый альдегид, препарат глак, щелочной раствор формальдегида [18, 140, 142, 146].

A.Brizard et al. [196] отмечает, что предпочтительно использовать раствор гипохлорита натрия вместо раствора формалина, принимая во внимание выработанную резистентность спор Ascosphaera apis. По данным К.Кодама [55], им установлен фунгицидный эффект раствора катионового мыла (при разведении 1/1600) методом погружения в него патологического материала на 15 минут, раствора амфотерного мыла (1/1800) - погружением на 10 минут и раствора йода (1/3200) - 15 минут. Только одночасовые экспозиции формальдегида достаточны для ингибирования роста гриба Ascosphaera apis, а суточная экспозиция обеспечила 100 % фунгицидный эффект. Согласно результатам исследований Т.Накане с соавт. [108], наиболее эффективными дезинфектантами при лечении и профилактике известкового расплода пчел являются катионовое мыло (соединение с четвертичным аммиаком) и пропионовый вермикулит. С профилактической целью Т.Gochnauer et al. [211], J.D.Lahitte [219], М.М.Сычев [154], Е.Martinka [222] предлагают дезинфицировать пчеловодное оборудование водным раствором формалина, окисью этилена, аммиака, гипохлоритом натрия или метилбромидом.

К.Гургулова [24, 25] для борьбы с аскосферозом рекомендует проводить гигиенические мероприятия, включающие уничтожение мумифицированных личинок и дезинфекцию инвентаря фезиам-формом.

На неблагополучных по аскосферозу и аспергиллезу пчел пасеках особое внимание следует уделять дезинфекции почвы. A.M.Смирнов с соавт. [141], Е.Т.Попов [121] предлагают для дезинфекции почвы мест стоянок пасек 4 % раствор формальдегида, хлорную известь (38 % активного хлора), и дуст тиазона.

Отрицательное воздействие хлора и его соединений на рост и развитие Ascocphaera apis лежит в основе дезинфекционного препарата юколу [ ].

Дезинфекция ульев и сотов на неблагополучных по доброкачественному гнильцу и микозам пасеках достигается увлажнением 6 % раствором формальдегида при экспозиции 3 часа или 6 %-ным щелочным раствором формальдегида в течение 6 часов, а сотов – 4 %-ным раствором перекиси водорода [15, 27].

Положительный результат при лечении и профилактике грибковых заболеваний пчел показало использование в качестве дезинфектанта препаратов Ветсан и Ветсан-1 [15, 146]. Для дезинфекции зараженных сотов, считает Р.Ендреняк [29], необходимо использовать 4 % раствор формалина. А.А.Жуковым [45] для дезинфекции ульев и пчеловодного инвентаря при аскосферозе пчел предложен дезинфицирующий препарат перкарб на основе перкарбоната натрия, образующего в водном растворе перекись водорода. Однако наибольшую активность показали препараты перекиси водорода 10 % концентрации; формальдегида, хлорамина «Б» в концентрации от 0,5 % и выше, 10 %-ного раствора калия перманганата.

О высокой эффективности препарата аскозол, активно действующим веществом, которого является дифенил-(2-хлорфенил)-1-имидазолиллитан, сообщают А.К.Лихотин с соавт. [82].

Для лечения и дезинфекции при микозах рекомендуются препараты йода, йодистого калия, раствор Люголя, 1 %-ный раствор однохлористого йода и 2 %-ный раствор формалина [62, 106].

Анализ представленных публикаций показал, что у возбудителей микозов и бактериозов быстро вырабатывается устойчивость к дезинфектантам. В результате одни и те же препараты показывают разную эффективность и авторам приходится рекомендовать более высокие концентрации или новые препараты. Поэтому требуется постоянный поиск новых средств.

Анализ материалов, представленных в обзоре литературы, позволяет сделать вывод о том, что на протяжении всего технологического цикла выращивания культуры огурца на пчелиные семьи воздействуют различные по продолжительности и силе факторы. В условиях теплиц на 500-1000 м2 некоторые факторы были устранены или с помощью технологических приемов смягчены. Так, разработан технологический прием использования форточек для того, чтобы пчелы свободно могли вылететь из теплиц в любое время. Это снизило уровень гибели пчел и значительно повысило уровень опылительной деятельности. Изученным является также вопрос о кормлении пчелиных семей в теплицах. Разработанная технология предусматривает обязательное применение в качестве белкового корма пыльцы или перги. Доказано, что без включения белковых подкормок происходит резкое снижение продолжительности жизни пчел с последующей быстрой гибелью всей семьи.

Современные теплицы с модулями на 10000-20000 м2 и более в сравнении с теплицами на 500-1000 м2 предусматривают новые технологии выращивания сельскохозяйственных культур. Они владеют большим набором технологических систем формирования микроклимата в теплицах и обслуживания растений, поэтому требуется изучать особенности микроклимата в теплицах и степень его воздействия на пчелиные семьи на протяжении всего культурооборота, так как в современных теплицах не предусмотрены дополнительные площади между модулями, куда можно было бы поставить пчелиные семьи, когда позволят метеорологические условия региона.

Остаются неизученными вопросы об уровне воздействия микробных патогенов растений на резистентность пчелиных семей. В частности, не изучена степень воздействия микробной массы патогенов растений на степень устойчивости пчелиных семей к собственным патогенам. Открытым остается вопрос о том, что является запуском к началу инфекционных болезней пчелиных семей – отравление пчел в результате химических обработок растений или накопление патогенов растений до уровня, вызывающего снижение резистентности к собственным патогенам?

Не затронута проблема коррекции резистентности пчелиных семей к болезням в условиях защищенного грунта. Эти вопросы требуют изучения.

Повышение резистентности в животноводстве направлено на устранение, а если это невозможно, то смягчение причин, отрицательно действующих на организм, и повышение его защитно-приспособительных механизмов. Для изучения данной проблемы в условиях теплиц необходимо точно знать особенности микроклимата, время и причины наибольшего отрицательного воздействия на пчелиные семьи, чтобы вовремя их смягчить.

2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
2.1. Материалы и методы исследований
Работа выполнялась в 2006-2009 гг. в условиях тепличного комплекса СПК «Соревнование» Мытищинского района Московской области и на кафедре зоогигиены имени А.Л.Даниловой ФГОУ МГАВМиБ. Объектом исследований были: микроклимат теплиц блочного типа с полезной площадью одного модуля – 10 000 м2 и высотой шпалер – 2,1 м, культура пчелоопыляемого гибрида огурца «Эстафета», пчелиные семьи карпатской породы; пробиотик Биод-5 (рабочая версия в пчеловодстве ТАНГ), препарат Монклавит-1.

Динамику температурных, влажностных, газовых режимов в тепличных модулях в период зимне-весеннего культурооборота огурца изучали по данным компьютерного автоматического контроля.

Бактериальную загрязненность почвы определяли на чашках Петри. Пробы почвы брали по общепринятой методике [75]. Затем от общей навески отбирали 30 г почвы и помещали в стерильную колбу вместимостью 500 мл, добавляли 270 мл стерильной водопроводной воды, взбалтывали в течение 10 мин и получали разведение 1:10. Далее 1 мл жидкости стерильной пипеткой переносили в пробирку, куда приливали 9 мл стерильной воды. Получали разведение 1:100. Таким же образом готовили последующие разведения 1:1000, 1:10 000, 1:1 000 000. Из каждого разведения для каждой группы микроорганизмов брали по 1 мл суспензии для посева на соответствующие питательные среды. Каждый вариант опыта закладывали в трех повторностях.

Микробную обсемененность воздуха ульев пчелиных семей изучали с помощью метода свободного осаждения микроорганизмов на питательные среды [75].

Для выращивания колоний микроорганизмов использовали следующие питательные среды: мясопептонный агар и среду Черепова – для бактериальных микроорганизмов, среды Сабуро, Чапека – для микроорганизмов грибковой природы. В среды Сабуро, Чапека добавляли стрептомицин (1 г/л) для подавления бактериальной микрофлоры. Инкубировали при 20, 25, 28, 30 и 35 0С. Подсчет отдельных групп микроорганизмов проводили в следующие сроки: бактериальные микроорганизмы – через 24-48 часов, микозные – через 5-12 суток.

Для изучения динамики бактериальной и микозной обсемененности воздуха в ульях пчелиных семей отбор проб проводили сразу после постановки пчелиных семей в теплицы, а затем через каждые 10 суток.

Учеты пораженности и интенсивности развития мучнистой росы на растениях проводили на естественно зараженном массиве в условиях теплицы по 5-балльной шкале учета болезней растений, утвержденных ВИЗР [122], согласно которой:

0 – растения здоровые;

1 балл – отдельные пятна мучнистой росы на листьях растений:

2 балла – мучнистым налетом охвачено до 10 % листовой поверхности растений;

3 балла – мучнистым налетом охвачено от 11 до 25 % листовой поверхности растений;

4 балла – мучнистым налетом охвачено от 26 до 50 % листовой поверхности растений;

5 баллов – мучнистым налетом охвачено свыше 50 % листовой поверхности растений.

Количество учетных растений в теплице на 10 000 м2 составляло 500 (по 50 растений в 10 делянках, расположенных по диагонали модуля).

Пораженность растений мучнистой росой в процентах определяли по формуле:

где а – количество пораженных растений;

в – общее количество растений.

Интенсивность развития болезни (%) вычисляли по формуле:



где Σа·b – сумма произведений числа пораженных растений на соответствующий им балл поражения;

n – общее число учетных растений;

с – высший балл шкалы, на которой проводилась оценка степени поражения.

Разработку условий применения Монклавит-1 в качестве дезинфектанта против грибковой микрофлоры проводили в соответствии с общепринятыми нормативными документами:


  • Основные методические требования к постановке экспериментов в пчеловодстве. Современные методы исследования патологии пчел (утверждено РАСХН, 2000)

  • Методические рекомендации по изучению и разработке способов профилактики и борьбы с аскосферозом пчел (утверждено ВАСХНИЛ, 1987)

  • Инструкция по дезинфекции, дезакаризации, дезинсекции и дератизации на пасеках (утверждена Главным управлением ветеринарии 10.05.1990).

В процессе выполнения работы были использованы:

а) полевые штаммы грибов Ascosphaera apis var apis и Ascosphaera apis var major, выделенные нами из патологического материала производственной пасеки, обладающие характерными культуральными и морфологическими свойствами;

б) питательные среды: сусло – агар, среда Сабуро;

в) расплод и взрослые пчелы;

г) препарат Монклавит-1.

Выделение культуры гриба рода Ascosphaera проводили из сотов с погибшими мумифицированными личинками, взятыми с пасеки СПК «Соревнование» Московской области.

Для выделения культуры возбудителя соскобы с тел погибших личинок суспензировали и переносили в чашки Петри на сусло – агар или среду Сабуро. Для подавления сопутствующей микрофлоры перед посевом в питательную среду, расплавленную на водяной бане и охлажденную до 40-45 0С, добавляли стрептомицин – 100 тысяч ЕД на 1 л среды. Посевы культивировали в термостате при температуре 28-32 0С и наблюдали за ними в течение 10-12 суток. С целью получения чистой культуры производили дополнительный пересев с периферии колоний, характерных для каждого варианта вида гриба.

Опыты по разработке режимов дезинфекции с использованием обеззараживающих агентов проводили на тестах (10х10) из дерева (имитация материала ульев); металла (имитация медогонок и другого металлического инвентаря) и сотов. Для инфицирования тест-объектов использовали свежеприготовленную взвесь гриба Ascosphaera apis в концентрации 200 тысяч спор в 1 мл. Для этого из 10-суточной культуры гриба, выращенного на среде Сабуро, в стадии спороношения делали смывы и центрифугировали при 2,5 тысячах об/мин в течение 30 минут. Надосадочную жидкость сливали, а осадок использовали для инфицирования

Инфицирование тест-объектов, последующее взятие проб после истечения экспозиции и посевы на питательные среды для определения эффективности обеззараживания проводили согласно Инструкции по дезинфекции [120]. Опыты ставили не менее чем до получения трех совпадающих результатов с сопровождением контроля.

Рабочую форму дезинфицирующего раствора готовили непосредственно перед опытами. Были испытаны 1, 3, 5, 7 и 10 %-ные растворы препарата. Для нанесения дезинфектанта использовали баллон типа «Росинка» емкостью 1,5 л, производительностью 1,5-2 мл раствора в секунду. Для осуществления визуального контроля качества нанесения аэрозоля на тест-объект и установления дозы дезинфектанта для ульев и сотов в дезраствор добавляли основной фуксин в концентрации 0,02 %.

Ульи и соты обрабатывали раздельно. Сначала дезинфицировали ульи, разъединяя их составные части, обрабатывая поочередно все детали. После обработки детали собирали, улей накрывали крышкой, закрывали летки и выдерживали от 2 до 24 часов.

Соторамки с инфицированными ячейками в отмеченных квадратах обрабатывали поочередно сначала с одной, а затем с другой стороны факелом аэрозоля, расходуя на каждый магазинный (435х145 мм) и гнездовой (435х300 мм) сот по 125-250 мл дезраствора, соответственно. Затем соты помещали в обработанные ульи, заполняя весь объем, накрывали их крышками и выдерживали определенную экспозицию (от 2 до 24 часов).

Каждому опыту были подобраны контрольные тест-объекты, которые были обработаны дистиллированной водой. По истечении срока экспозиции проводили нейтрализацию препарата 0,2 %-ным раствором тиосульфата натрия, с тест-объектов отбирали пробы для микологических исследований.

Контроль качества дезинфекции проводили по наличию роста возбудителя микоза пчел A.apis в смывах с контрольных и опытных тест-объектов.

По окончании установленной опытом экспозиции ульи, соты и весь другой пчеловодный инвентарь промывали водой, высушивали и использовали по назначению.

В производственных опытах по проверке разработанных режимов дезинфекции использовали инфицированные грибом Ascosphaera apis ульи, соты и инвентарь, отобранные от семей, неблагополучных по аскосферозу.

Разработку схемы применения пробиотика ТАНГ проводили в двух модулях теплицы, расположенных рядом, параллельно друг другу, под одним углом к солнцу. Семьи подбирали по принципу аналогов: приблизительно одной массы (1,38…1,43 кг), возраста маток (полетки), кормовых запасов. Было составлено 4 группы по 5 пчелиных семей в каждой. В первой группе пчелиные семьи получали инвертированный сироп в дозе 200 мл, обогащенный 1х109 м.к. ТАНГА, во второй – 2х109 м.к., в третьей – 3х109 м.к., четвертая группа служила контролем – ей скармливали инвертированный сахарный сироп без препарата. Стимулирующие подкормки готовили в день применения. Сначала необходимое количество препарата ТАНГ разводили в 50 мл кипяченой воды, а затем переносили в инвертированный сахарный сироп, тщательно перемешивая. Один курс состоял из четырех подкормок, проводимых через 2-3 суток. Подкормки проводили ежемесячно, начиная с марта.

За всеми пчелиными семьями осуществляли единый зоотехнический уход, который предусматривал наличие 1,0-1,5 кг меда на улочку пчел и 40-50 г пыльцы в сутки.

В процессе исследований вели визуальные наблюдения за состоянием пчел, поведением пчелиных семей. Критерием оценки состояния пчелиных семей служили: их масса, количество и качество печатного расплода, летно-опылительная деятельность пчел. Перечисленные тесты определяли по общепринятым методикам до и через каждые 12 суток после начала опытов.

Среднюю продолжительность жизни рабочих пчел определяли по методу Г.А.Шипилова [182], в основе которого предложен расчет по формуле:


,
где - средняя продолжительность жизни пчел по результатам двух последовательных зоотехнических учетов, проводимых через каждые 12 суток;

С1 и С2 – сила семьи в улочках при первом и втором осмотрах;

Р1 – площадь печатного расплода при первом осмотре в квадратах;

300 и 25 – величины коэффициентов, полученные в результате предварительных математических операций.

Расчеты экономической эффективности применения ТАНГА для стабилизации состояния пчелиных семей, осуществляющих опыление культуры огурца в условиях защищенного грунта, проведены согласно «Методике определения экономической эффективности законченных НИР в сельском хозяйстве» (М., 1977).

Цифровые данные экспериментального материала статистически обработаны по Н.Плохинскому [116].


2.2. Результаты экспериментальных исследований
2.2.1. Изучение особенностей микроклимата теплиц в течение

зимне-весеннего культурооборота огурцов


Агрофитоклимат теплицы формируют растения и человек: масса растений в объеме сооружения диктуется уровнем освещенности, температурой, влажностью, концентрацией СО2 по ярусам внутрирастительного агрофитоценоза с учетом фазы роста и развития растений, их габитуса и возраста.

Режим микроклимата принято дифференцировать от прорастания семян до экономического плодоношения.

Тепличный комплекс СПК «Соревнование» Московской области представлен теплицей блочного типа, состоящей из 6 модулей, объединенных технологическим коридором. Полезная площадь одного модуля – 10 000 м2 с высотой шпалер – 2,1 м. Теплицы светопрозрачные с однослойным ограждением из стекла (рис.1).

Для поддержания температурного режима в теплицах используют водяную систему обогрева от собственной котельной. Горячая вода подается в теплицы по трубопроводам и обеспечивает равномерность выделения тепла по всей поверхности теплицы.

Снижение температуры воздуха в теплое время года, удаление избытка влаги из теплицы осуществляют с помощью системы естественной форточной вентиляции. Фрамуги (форточки) расположены в кровле и снабжены электрическим приводом для осуществления автоматической регуляции их открытия и закрытия. Кроме этого используют систему испарительного охлаждения – микродисперсное распыление воды на растения с помощью жиклеров (дождевание).



Рис.1. Общий вид теплицы

Подпитку растений углекислым газом осуществляют с помощью системы подачи в теплицу газа, выделенного из продуктов сгорания природного газа в котельных, работающих для обогрева теплиц.

Полив растений осуществляют дождеванием и капельным поливом. Одновременно с поливом растения подпитывают солями минеральных удобрений.

Технология выращивания растений: грунтовая и в одном модуле - малообъемная (рис.2 и 3).

Теплица укомплектована компьютерным автоматическим контролем для обеспечения необходимых условий микроклимата в пределах агротехнических требований выращивания культуры огурца.


2.2.1.1. Динамика температурных, влажностных, газовых режимов в

теплицах в период зимне-весеннего культурооборота


Теплицы приравниваются к пищевым предприятиям, поэтому один раз в месяц санэпидемстанция г.Мытищи Московской области делала заборы воздуха и воды на установление соответствия их качества санитарно-гигиеническим нормам. Лабораторный анализ проб воздуха и воды, взятых в феврале, марте, апреле, мае и июне, не выявил нарушений. Воздух и вода соответствовали санитарно-гигиеническим нормам, предъявляемым к пищевым предприятиям.

С февраля до начала марта температура в теплицах днем колебалась в пределах 21-25 0С, а ночью 17-18 0С при относительной влажности воздуха 68,3±4,35 до 76,6±2,56 %. Количество углекислого газа в воздухе находилось на уровне 0,04…0,8 % (Приложение 1).

С середины февраля и за 2 недели до окончания первого культурооборота проводили искусственное насыщение воздуха теплиц углекислым газом для повышения урожайности овощных культур. Установлено, что при повышении концентрации СО2 до 0,6 % урожай огурцов возрастает на 72 %.


Рис.2. Открытый грунт






Достарыңызбен бөлісу:
1   2   3   4   5   6   7   8   9   10




©dereksiz.org 2020
әкімшілігінің қараңыз

    Басты бет