Секция «Биотехнология» УДК 616:616.94

Секция «Биотехнология»

УДК 616:616.94

Евразийский Национальный Университет им. Л.Н.Гумилева

г. Астана, Казахстан, aikeshev@gmail.com
Данные микроядерных тестов в экспериментах на лабораторных крысах, на яйцах курицы показали генотоксичность нитрозодиметиламина [1,2,3].

По результатам наших экспериментов методом микроядерного тестирования было определено, что при хронической интоксикации частота появления микроядер выше, чем при острой интоксикации. Во второй группе животных (хроническая интоксикация НДМА) этот показатель составлял 4,5±0,1 (p<0,001), в третьей группе 3,9±0,1 (p<0,001), а в первой группе 2,9±0,07 (рисунок 10).

Чтобы проверить механизм воздействия НДМА на геном нами была предпринята попытка прямого воздействия на ДНК. В эксперименте использовалась бактериальная ДНК- плазмиды, которые непосредственно обрабатывались НДМА. К 5 мкг плазмиды добавлялось 1,35 мМ, 6,75 мМ и 0,675 мМ НДМА соответственно, также учитывался контроль. Данные электрофореза показали отсутствие изменений в бактериальной ДНК (Рисунок 2).

Итак, при интоксикации нитрозодиметиламином уровень появления микроядер в периферической крови повышался и при хронической, и при острой форме интоксикации, что свидетельствует о воздействии данного токсиканта на генетический аппарат, а в плазмидной ДНК при прямом воздействии на нее НДМА изменений не наблюдалось. По видимому, на уровне организма происходит опосредованное влияние НДМА на геном, посредством образования промежуточных метаболитов, например - продуктов свободнорадикального окисления.

1. 
   Бейсенова Р. Р., Позднякова Е.В., Хантурин М.Р.Влияние нитрозодиметиламина на некоторые гематологические и цитогенетические показатели крови, Медицина и экология, 2004, №1(30), С.80-83.
   
2. 
   Бейсенова Р.Р., Хантурин М.Р. Воздействие производных гидразина и препарата «Салсоколлин» на систему крови, Материалы Международной научно-практической конференции «Современные проблемы экологической физиологии», Алматы, 2008. - С. 38-39.
   
3. 
   Wolf T, Niehaus-Rolf C, Luepke NP. Investigating genotoxic and hematotoxic effects of N-nitrosodimethylamine, N-nitrosodiethylamine and N-nitrosodiethanolamine in the hen's egg-micronucleus test (HET-MN) // Food Chem Toxicol. – 2003 Apr. – 41(4). – P. 61-73.
   

Евразийский Национальный Университет им. Л.Н. Гумилева

Казахстан, г. Астана, lyutsiya_market@mail.ru

Актуальными проблемами современной биотехнологии является с одной стороны, поиск новых продуцентов биологически ценных веществ, а с другой – изучение возможности биосинтеза биохимических составляющих клетки. Наиболее перспективными объектами для промышленного культивирования являются растительные клетки.

Jasminum (Oleaceae) – семейство маслинные, листопадные и вечнозелёные кустарники, одревесневающие лианы с очень ароматными цветками; представители рода распространены в тропиках и субтропиках Африки, Азии и Америки; в комнатной культуре обычно встречаются Жасмин многоцветковый (Jasminum polyanthum), Жасмин самбак (Jasminum sambac), Жасмин азорский (Jasminum azoricum), Жасмин низкий (Jasminum humile), Жасмин пахучий (Jasminum odoratissimum), Жасмин лекарственный (Jasminum officinale)

В связи с этим изучение особенностей культивирования изолированных тканей жасмина в условиях in vitro и усовершенствование технологии клонального микроразмножения с использованием различных первичных эксплантов на сегодняшний день является весьма перспективным направлением исследований.

Объектом исследования служили экспланты различных органов жасмина (вегетативные и одревесневшие побеги, пазушные и верхушечные почки). С кроны взрослого кустарника жасмина срезали однолетние побеги, содержащие спящие верхушечные и пазушные почки длиной около 15-20 см., которые помещали в сосуды с водой и выдерживали при комнатной температуре до стадии появления зеленого конуса. После чего сформировавшиеся побеги использовали для введения их в культуру in vitro. Срезанные побеги в стадии зеленого конуса протирали 96% спиртом, делили на сегменты (1-1,2 см), помещали в марлевые мешочки, которые погружали в насыщенный раствор гипохлорита натрия или в 3% раствор хлорамина. Экспозиция выдерживания в растворе составила 30-45 минут. Далее простерилизованные сегменты трижды промывали стерильной дистиллированной водой, с которых в дальнейшем в асептических условиях удаляли кору и помещали горизонтально на питательную среду Мурасиге и Скуг с добавлением БАП (6-бензиламинопурин) 0,5 мг/л и 2,4-Д (2,4-дихлорфеноксиуксусная кислота) 0,05-0,3 мг/л или БАП 0,5 мг/л и НУК (α-нафтилуксусная кислота) 2,0 мг/л.

Сегменты инкубировали в термостате при температуре 26° С в условиях темноты в течение 3-4 недель до образования каллусной ткани, после чего переносили на среду для регенерации растений (минеральные соли по МС, БАП - 1,0 мг/л). Культивирование осуществляли в условиях температурного режима 24-26° С при 16-ти часовом фотопериоде (16 часов день + 8 часов ночь). При этом интенсивность освещения составила 3-6 тыс. люкс.

Исследования показали, что при культивировании эксплантов in vitro в течение 3-4 недель на питательной среде МС, содержащей ауксины и цитокинины наблюдается формирование неорганизованно растущей каллусной ткани, состоящей из отдельных участков каллусной массы клеток. При переносе сформировавшейся каллусной ткани в условия светового дня и на среду для регенерации наблюдали образование темно-зеленых участков, из которых в дальнейшем дифференцировались меристематические очаги, дающие начало развитию растениям-регенерантам. Повторное пассирование морфогенной каллусной ткани на среде для регенерации способствовало элонгации и формированию 6-8 побегов на один эксплант.

Сформированные побеги размножали методом активации развития в растении меристем, основанный на снятии апикального доминирования – микрочеренкованием. При этом микропобеги делили на сегменты, содержащие две пазушные почки и культивировали на безгормональной питательной среде с половинным содержанием в ее составе макросолей по прописи WРM или среде Мурасиге и Скуга. В таких условиях культивирования наблюдали активный рост пазушных почек и формирование побегов, характеризующихся нормальной морфологией.

По мере роста микропобегов и достижения ими 3 см в высоту их отделяли от экспланта и помещали на безгормональную питательную среду МС, содержащую половинную норму макросолей.

Таким образом, в результате многоплановых экспериментов нами были оптимизированы условия культивирования жасмина в условиях in vitro и разработана технология клонального микроразмножения данной культуры как через каллусную ткань, так и за счет активации развития пазушных почек.

Евразийский Национальный Университет им. Л.Н. Гумилева

Сохранение генетических ресурсов редких видов может осуществляться посредством:

- поддержания популяций в природе на охраняемой территории;

- создания искусственных популяций в зоопарках и питомниках;

- организации банков генетической информации, то есть записи информации о генетической структуре вида (последовательности нуклеотидов в ДНК, генов в хромосомах, числе хромосом и т.п.);

- криоконсервации репродуктивных органов, гамет, эмбрионов, клеточных культур соматических, половых, тотипотентных эмбриональных клеток (криобанки).

Уместно напомнить, что еще до середины – конца 70-х годов ХХ века МСОП, организация в принципе сравнительно консервативная, негативно относился к идее разведения редких видов в неволе как средство их сохранения. Поэтому научная общественность обратила свои взоры на такое перспективное направление, как криоконсервация (глубокое замораживание генетического материала).

Все подходы к сохранению генетических ресурсов редких видов предполагают:

а) собственно сохранение;

б) активное использование;

в) в перспективе, восстановление самоподдерживающихся природных популяций на основе сохраненного генофонда. Долговременное сохранение генетического разнообразия животных и растительных ресурсов одна из основных задач общества. Различают in situ (в национальных парках, заповедниках) и ex situ (в зоопарках, криобанках) программы консервации. В общем случае in situ консервация предпочтительнее как механизм сохранения генетических ресурсов. Для того чтобы вид был удачно сохранен, он должен развиваться и приспосабливаться в меняющейся окружающей среде. Однако ex situ консервация является важным механизмом, чтобы избежать необратимых потерь видов и генов, для воссоздания вида, для страхования наших ресурсов от санитарных катастроф, для поддержания разведения в малых популяциях и для сохранения генетического разнообразия (генов, свойств, видов) в селекционных программах. Ex situ консервация может быть проведена посредством сохранения в живом виде (например, зоопарки) и путем криоконсервации (в жидком азоте).

Во многих странах западной Европы уже созданы национальные банки по сохранению биоразнообразия животных. У нас же в республике работы по сохранению биоразнообразия ведутся только посредством попытки сохранения популяций редких видов животных в дикой природе. Однако не стоит пренебрегать возможностью сохранения их генетического материала. В связи с этим возникает необходимость научно обоснованного расчета норм сохранения тех или иных видов животных и типов биологического материала.

Создание генетических криобанков – вполне реальная задача. Она решает проблему сохранения генофонда на первом (низшем – клеточном) уровне организации жизни и роль ее в системе мер, направленных на сохранение редких видов, сохранения генетических ресурсов Земли нельзя недооценить. За ним – будущее!


УДК: 577.175.14
ЖАҢА БИОРЕТТЕГІШ БИДАЙ ФУЗИКОКЦИНІНІҢ ӘСЕР ЕТУ ҚАСИЕТТЕРІН ЗЕРТТЕУ
Казахский национальный университет им. аль-Фараби,

г. Алматы, Республика Казахстан;

Ж.М. Басыгараев
Қазақстанда күннен-күнге экологиялық жағдай күрделеніп бара жатыр. Оның негізгі себебі антропогендік әсерлердің көбеюі. Мысалы: Арал аймағының құрғақтануы, сонымен қатар өзендер мен суларды сапасыз пайдалануы, Қазақстан жерінде шөлейттену мен тұздану процестерінің өтуі. Сол себептен Қазақстандағы экологиялық жағдайларды жұмсарту және өңдеу үшін, экологиялық проблемалардың алдын-алу мақсатының ең өзекті мәселесінің біреуі - Қазақстанның территориясын көгалдандыру және ормандатуды қарастыру керек. Бұл мәселені шешу үшін ең алғаш рет президентіміз Н.Ә. Назарбаев ұсыныс жасап «Жасыл – ел» бағдарламасын жариялады. «Жасыл – ел» бағдарламасын нақты және уақытында орындау үшін және түрлі ағаш өсімдіктерді көбейту үшін жаңа технологияларды енгізу қажеттігі сөзсіз. Көпжылдық өсімдіктерді ұрықпен көбейтуге қарағанда вегетативті жолмен көбейтудің көп тиімділігі бар. Ұрықтан алынған өсімдіктердің әлсіздеу болуына байланысты шығыны көп, ал вегетативті жолмен көбейтілген өсімдіктердің өмір сүру деңгейі әлдеқайда жоғары және екі-үш жыл бұрын жемісін беріп, пайдалануға дайын болады. Олардың бір тиімділігін ерекше айтуға болады. Вегетативті әдіспен алынған өсімдік, егер ол нақты бір климатқа және экологиялық жағдайға бейімделген болса, одан дәл сондай өсімдіктер алынады. Ал ұрықтан алынған өсімдіктер климаттық жағдайға қиын бейімделеді. Демек, бір көпжылдық өсімдіктен жүз емес, мыңдаған осы табиғатқа бейімделген өсімдіктерді вегетативті жолмен көбейтіп алуға болады. Қазақстанда вегетативті көбейтуді кең пайдалануға кедергі болып тұрған жағдай - осы технологияда биореттегіш ретінде ауксиндердің ғана қолданылуы. Ауксиндер шөл даладағы өсетін ұзын тамырлы өсімдіктерді вегетативті көбейтуге жарамайды, ол тек қана қосымша тамырлары бар өсімдіктерді тамырландыруда қолданылады. Екіншіден барлық реттегіштер шетелден сатып алынады, оған қазынаның көп қаражаты жұмсалынады. Осы себептен Қазақстанның экологиялық жағдайын қалпына келтіре алатын, ауксинге жатпайтын жаңа биореттегішті енгізу керектігі сөзсіз. Екінші өзекті экологиялық мәселенің бірі өсімдіктердің стресстік жағдайға төзімділігін арттыратын жаңа технологияларды енгізу. Қазақстанның климаты мен экологиясының қаталдығы өсімдіктерге көп стрестік жағдайды туғызады. Олар топырақтың тұздануы, су тапшылығы және құрғақшылық. Сондықтан өсімдіктің әртүрлі стрестік жағдайларға төзімділігін (толеранттылық қасиетін) арттыратын жаңа әдістердің болашағы зор. Сол себептен біздің жұмысымыздың тағы бір мақсаты біздің жаңа биореттегіштің өсімдіктердің стресс жағдайына төзімділік қабілетіне әсерін анықтау.

Біздің жұмысымыздың іргетасын қалайтын зерттеу жұмысы М.А.Айтхожин атындағы молекулалық биология және биохимия институтының ферменттердің құрылымы мен реттелуі лабораториясының ғалымдары алғаш рет бидайдың өнген дәнінен жаңа биореттегішті тапқан. Бірақ осы аталған ғалымдардың әдісі бойынша реттегішті өте аз мөлшерде алуға болады. Бұл әдіспен тазартылған биореттегіш тек қана аз мөлшерде ғана тәжірибеге жететіндей болған. Экологиялық және егіншілік кең алқаптарға жететін препаратты бұндай әдіспен алу мүмкін емес. Осыған байланысты жұмыстың бірінші міндеті жаңа инновациялық технологияны қолдану арқылы биореттегішті препаративті көлемде тазарту болып табылады. Көп мөлшерде биореттегіш тазартып алу үшін жаңа нанотехнологиялық әдісті пайдаландық. Қазақстандағы қатал экологиялық жағдайларды жұмсарту үшін, экологиялық проблемалардың алдын-алу үшін ең өзекті мәселелердің бірі - Қазақстанның территориясын көгалдандыру. Осы себептен өсімдіктерді вегетативті көбейтуде жаңа технологияны дамытудың қажеттілігі сөзсіз. Ол үшін біз шөл далада өсетін жыңғылдың және тау бөктерінде өсетін ұшқаттың қалемшелерін кесіп, оларды 50 нг/мл БФ бар ерітіндіге 1 тәулікке малып қойдық. Содан кейін қалемшелерді бір күн бұрын алдын-ала қайнатылып, суытылған суы бар ыдысқа салып, оны 4-5 күн сайын ауыстырып отырып, 1 ай мерзімде тексердік. Бір ай мерзімінде қалемшелердің тамырланғанын және жапырақтарының өскенін байқадық. Cонымен қатар таржапырақты жиде және сары акация өсімдіктерін таңдадық. Таржапырақты жиденің тамырындағы түйнекті микроорганизмдер топырақтағы минералдық азоттың мөлшерін көбейтеді. Бұл өсімдіктердің Қазақстан жағдайына пайдасы өте зор. Ерекше көңіл аударатын жағдай, біздің биореттегіш тек қана тамырландыруды ғана емес, жапырақтардың өсуінде реттей алады.

Қорыта айтқанда бидай фузикокцині қалемшелердің тамырлары мен жапырақтарын өсіргізе алады. Яғни, тазартылып алынған қалемшелерден көшетті алу үшін бидай фузикокцинін қолданудың тиімділігі өте жоғары екендігі сөзсіз.