Қазақстан республикасының білім және ғылым министірлігі

УДК 581. 1. 035:633.11

Руководитель-Турпанова Р.М.,

Подготовила студентка гр. Бт-32 Бектемирова Р.С.

Евразийский Национальный Университет им. Л.Н. Гумилева, г. Астана

E-mail: Bektemirova_rezeda@mail.ru

В последнее время в нашем обиходе все чаще появляются такие слова как клон, клонирование. Вспомнить хотя бы известную на весь мир историю с овечкой Долли. Но клонирование стало не просто данью моде или новому образу жизни людей, а совершенно уникальным способом размножения XXI века. К счастью или, к сожалению, в мировом сообществе запрещено клонировать человека, зато клонирование растений никто не отменял, и всю пытливость ума исследователей клонирования можно сосредоточить именно на них.

Достижения научно-технического прогресса невозможны без внедрения принципиально новых биотехнологий в производство. Значительное место в разработке приоритетных направлений науки занимает метод культуры растительных клеток, тканей и органов. С помощью этого метода предоставляется возможность резко повысить морфогенетический потенциал растительного организма в интересах хозяйственной деятельности человека. Метод позволяет решить ряд практических проблем, таких как получение сортовых линий на основе сомаклональной изменчивости, гаплоидов и гомозиготных растений с применением мутагенов и стрессовых условий; массовое размножение и оздоровленние растений; получение биологически активных соединений и т. д. [1].

В области проблем, решаемых в растениеводстве с помощью метода культуры тканей, вегетативное микрокроклональное размножение растений наиболее подробно изучено и широко внедрено в производство. Во многих странах биоиндустрия микроклонального размножения поставлена на поточную промышленную основу и представлена десятками активно функционирующих предприятий.

Область применения микроразмножения довольно разнообразна и постоянно расширяется. Эта техника в первую очередь применяется для размножения взрослых древесных пород, особенно хвойных, которые очень плохо размножаются другими способами, и для сохранения редких и исчезающих видов ценных лекарственных растений,
которые имеются в наличии в одном экземпляре, также стерильные генотипы. Множественность, быстрота и высокий коэффициент размножения достигает 1 000 000 и позволяют в 2—З раза сократить сроки отбора и получения новых растений в селекционных исследованиях.

В настоящее время насчитывается более 200 видов древесных растений из 40 семейств, которые были размножены в лаборатории (каштан, дуб, береза, клен, осина, гибриды тополей с осиной, сосна, ель, секвойя и др.), а работы в этом направлении ведутся в научных учреждениях Москвы, Санкт-Петербурга, Воронежа, Уфы, Новосибирска, Архангельска, Киева, Одессы и др.[1].

В основе данной технологии лежит уникальная способность растительной клетки in vitro реализовывать присущую ей тотипотентность, т. е. под влиянием экзогенных воздействий давать начало целому растительному организму.

К микроклональному размножению можно отнести массовое бесполое размножение растений в условиях асептики, позволяющее исключить появление генетически измененных форм [2]. Успешному размножению растений in vitro на практике предшествовала работа по технике культивирования изолированного апекса побега. Морель одним из первых начал успешно культивировать апикальные меристемы многих видов растений (картофель, георгины, орхидеи, подсолнечник, гвоздика) [2,4]. Р.Г. Бутенко изучала физиологию изолированных верхушечных почек стеблей периллы, рудбекии, картофеля, сои [5].

Технология клонального микроразмножения, несомненно, имеет ряд преимуществ перед существующими традиционными способами размножения. Во-первых, все получаемые клоны – абсолютные генетические копии исходного «родительского» растения, освобожденные от вирусов. Во-вторых, от одного растения-донора возможно получить огромное количество потомков. В-третьих, растения быстрее развиваются и переходят к репродуктивной фазе, что имеет значение для селекции. Кроме того, в лабораториях такую работу можно проводить круглый год и значительно экономить посадочные площади. Важно, что процесс выращивания также возможно автоматизировать и внедрять в промышленных масштабах [6].

Выращивание в искусственных контролируемых условиях из меристематических тканей позволяет достигать элиминации вирусов и других патогенных микроорганизмов и получать здоровый посадочный материал. С помощью микроклонального размножения мы можем преодолевать период покоя растений и проводить размножение в контролируемых условиях в течение всего года. Это может способствовать увеличению производительности труда и повышению его рентабельности.

На эффективность микроклонального размножения влияет масса факторов различной природы. Это физиологические особенности вводимого в культуру растения, химические и физические условия культивирования. Наиболее важным моментом является выбор материнского растения и экспланта. Успех введения в культуру часто определяется эффективностью стерилизации. Состав питательной среды необходимо подбирать для каждого вида растения. Наиболее часто употребляются среды Мурасиге и Скуга, Шенка и Хильдебрандта, Нича, Гамборга и другие.

Принимая во внимание очевидные выгоды микроклонального размножения растений, многие предприятия заинтересованы в освоении этой технологии. Однако наибольшую трудность в организации биотехнологической лаборатории для микроклонирования представляет высокая стоимость не только оборудования и приборов, но, главное, необходимых реактивов для приготовления питательных сред. Помимо того, работа, проводимая в лаборатории, является одним из самых сложных этапов микроразмножения и требует участия опытных специалистов.

Подводя итог, можно смело утверждать, что клональное микроразмножение является новым перспективным способом вегетативного размножения растений, позволяющим получать генетически однородный, оздоровленный посадочный материал. Трудно представить, что эта фантастическая технология, известная еще в прошлом веке, сегодня является основой функционирования десятков предприятий во многих странах мира. Например, во Франции 94 % всей продукции цветочных культур получают методом культуры изолированных тканей. В США около 100 коммерческих предприятий получают посадочный материал декоративных, овощных, полевых, плодовых и лесных культур методом клонального микроразмножения. Ведущим производителем оздоровленного посадочного материала цветочных растений является Голландия. Также в России во Всесоюзном научно-исследовательском институте виноделия и виноградарства «Магарач» методом микроклонирования получают из одного одноглазкового черенка 8 тыс. растений в течение четырех месяцев. В специализированных цветоводческих хозяйствах «Элита» получают посадочный материал гвоздики, хризантемы, антуриума Андре, розы, бегонии Элатиор и многих других.

В нашей стране тоже есть положительные сдвиги в этом направлении. На базе Кокшетауского лесного селекционного центра, расположенного в г. Щучинск Акмолинской области, создана лаборатория микроклонального размножения древесных растений, первые опыты по микроклонированию проводятся во взаимодействии с Биотехнологическим Центром Казахского Государственного Аграрного - технического Университета им. С. Сейфулина.

В соответствии с поручением Правительства РК от 03.12.2005г. к указанию Президента РК от 01.12.2005г. Акимом г. Астаны совместно с Министерством сельского хозяйства РК разработан План мероприятий, направленных на улучшение объемов посадки в г. Астане.

В настоящее время селекционный центр проводит работы по созданию высокопродуктивной лесосеменной базы в зоне деятельности: отбору плюсовых насаждений и деревьев, отводу и формированию постоянных и временных лесосеменных участков, лесосеменных плантаций, осуществляет мероприятия по прогнозу и учету урожая, сбору, переработке и хранению семян, выращиванию ценного посадочного материала аборигенных и интродуцированных пород, внедрению в семеноводство современных достижений науки.

Дальнейшее развитие работ по селекционному семеноводству связано с продолжением сортоиспытательных участков, размножением высокопродуктивных и декоративных сортов сосны, созданием клоновых и семейственных плантации повышенной генетической ценности и использовании сортовых семян для воспроизводства лесов и плантационного лесовыращивания.

Глава государства Нурсултан Абишевич Назарбаев при посещении селекционного центра в 2008 году с удовлетворением отметил инициированную руководством (Директор – Тетерин Фёдор Михайлович, Зам. директора – Дубынин Геннадий Борисович) Программу на выращивание посадочного материала с использованием новейших достижений и разработок в области технологии выращивания на микроклональном уровне размножения древесных растений, и расширении зоны обслуживания в Восточном и Западном регионах Казахстана.

Кокшетауский ЛСЦ должен стать в Казахстане основой базой для получения селекционно-улучшенного семенного и посадочного материала, как основных лесообразующих пород, так и перспективных интродуцентов для озеленения и защитного лесоразведения.

Все планируемые мероприятия по Кокшетаускому ЛСЦ направлены на развитие семеноводства на генетико-селекционной основе, внедрении научных разработок в производство, восстановление ценных природных насаждений, защитного лесоразведения и озеленения.

Не вызывает сомнения тот факт, что микроклонирование будет совершенствоваться и осваиваться все большим числом крупных предприятий. Ведь не смотря на то, что это довольно затратный процесс, выгода от него очевидна. Кроме того клонированные плодовые и овощные культуры не имеют ничего общего с генно-модифицированными продуктами и абсолютно безопасны для потребления. Хочется надеяться, что в скором будущем микроклональное размножение растений станет привычной и повсеместно используемой на благо человека и природы технологией[9].

Литература:

1. 
   КатаеваН.В., БутенкоР.Г. Клональное микроразмножение растений. М.: Наука, 1983. 96 с.
   
2. 
   МорельЖ. Борьба с вирусными болезнями с помощью культивированных тканей//С.-х. биология. 1967. Т.2. С. 622-628.
   
3. 
   ТрофимецЛ.Н., ОстапенкоД.П., БойкоВ.В. и др. Оздоровление и ускоренное размножение семенного картофеля: (Метод рекомендации) М.: ВАСХНИЛ, 1985. 36 с.
   
4. 
   Morel G., Martin C. Guerison de dahlias atteints d'une maladie a virus//C. r. Acad. sci. I). 1952. Vol. 235. P. 1324—1325.
   
5. 
   БутенкоР.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. М.: Наука, 1964. 270 с.
   
6. 
   ШевелухаВ.С. Сельскохозяйственная биотехнология. М., 1998,416с.
   
7. 
   МуромцевГ.Ц. Основы сельскохозяйственной биотехнологии. Москва,1990.
   
8. 
   ШевелухаВ.С. Регуляторы роста растений. М.,1990, с 192.
   
9. 
   ШевелухаВ.С. Сельскохозяйственная биотехнология 2-е издание. – М., 2003.
   

Жетекші:б.ғ.к., доцент Әмірханова М.Б.

Биология мамандығының II курс магистранты

Л.Н.Гумилев атындағы Еуразия ұлттық университеті

Қазақстан Республикасы, Астана қаласы

akmaral_86@inbox.ru

Қант өндірісін көтеру – өте күрделі технологиялық процесс, ол егілген қант қызылшасы сұрыптарының өнімділігіне және төзімділігіне, алынған шикізаттың сапалы өндірісіне байланысты. Жоғары қаттылықты және салмағы үлкен тамыржемісті қант қызылшасының төзімді сұрыптарын алуға бағытталған селекциялық жұмыстарда, қант жинауды арттыруда агротехникалық шаралармен қатар егілу ауданы да негізгі рөл атқарады. Қант қызылшасының селекциялық процесі өте күрделі және қиын, сонымен бірге екіжылдық айқас тозаңданушы дақыл. Сонымен қатар, жаңа сұрыптар үш талапты қанағаттандыруы тиіс: жоғары өнімділікті, әртүрлі фитопатогендерге төзімділікті және қоршаған ортадағы экстремальді жағдайларды. Биотикалық және абиотикалық стрестерге төзімді селекциялық мәселелерді шешуде биотехнологиялық әдістер үлкен рөл атқарады. Өсімдік селекциясының ағзалық деңгейден жасушалық деңгейге алмастырылуында, сонымен қатар орасан көп өсімдік ағзалары жасушаларында, селективті ортадан керекті түрдің іріктелуінде микробиологиялық әдістер қолданылады. Жасушалық сұрыптаудың алғышарты болып қант қызылшасының ұсақ дисперсті суспензиялық культурасы табылады.

Өсімдіктің суспензиялық культурасын алудың негізгі әдісі – каллусты ұлпаны қоректік ортада фрагменттеу және өсіру болып табылады.

Каллусогенез индукциясының экспланттық сапасы ретінде шие бұтақтарын және қант қызылшасының әртүрлі инбредті линияларындағы өркен гүлсидамдары сегменттері қолданылды (Әмірханова және т.б. 1985 ж). Мурасиге және Скугтың қоректік ортасында таза өсімдік материалын араластыру, қосымша 2 мг/л БАП, каллус ұлпаларының түзілуін туғызды. Каллусогенез қарқындылығынан әртүрлі инцухт-линиялар ерекшелене бастады. Жоғары бейімділікті иеленуші А-52 және ССП линия эксплантаталарында тұтас каллус индукциялары жиі байқалды. Каллустық культураның өсімталдық және цитоморфологиялық сипаттамасын ұлпалық тегі, өсу жағдайы және қоректік орта құрамы анықтайды. Сонымен қатар, каллус культураларының консистенциялары: 1 – борпылдақ, жеке жасушаларға тез ыдырайды; 2 – орта берік, гетерогенді, меристемалық ошақтан тұрады; 3 – берік, қысқарған камбий және тамыр аймақтарынан тұрады (негізінен трахеидтәрізді элементтерден). Салыстырмалы борпылдақ каллус культураларының алынуына әртүрлі тәсілдер әсер етеді: 2,4-Д құрайтын ортада өсіру; Са⁺⁺ иондарын қоректік ортадан жою және т.б. Линия ССП алынған біздің каллусты жасушамыз борпылдақ консистенцияға және құрылымы бойынша гетерогенді болды. А-52 инбредті линиясындағы каллус берік, гомогенді және жарықта тез жасыл түске енді.

Қант қызылшасының суспензиялық жасушасы ССП инбредті линиясының каллусты ұлпасынан алынды (Әмірханова, 1988). Каллустің түйірін колбаға Мурасиге және Скугтің келесі үстемелерді құрайтын сұйық ортасымен араластырды: 0,1мг/л 2,4 Д, 0,1мг/л НУК және 0,5 мг/л БАП. Тотығу процесін болдырмау үшін қоректік ортаға аскорбин қышқылын 5 мг/л концентрациясын үстемелейміз немесе қосамыз. 100 мл қоректік орта үшін каллусты ұлпа есептен 2-3 г шикі массаны алды. Екі аптадан кейін алынған бірінші суспензия жаңа қоректік ортаны пассирледі.

Суспензиялық культураның цитологиялық талдауы, өлшемі және пішіні бойынша оның жасушасының гетерогенділігін көрсетті.Үлкен ядролы ұсақ жасушалармен қатар, төменгі ядро – цитоплазмалық қатынастарымен ерекшеленетін вакуольді жасушалар да кездеседі. Жиі кездесетін 6-20 (50%) жасушадан тұратын жасушалық агрегат, суспензиялық культураның агрегаттық дәрежесін анықтады. Бір жасушалылар және 2-5 жасушаның агрегаты барлық өсіру бірлігінің 27% құрады.

Жүздеген жасушалардан тұратын ірі агрегаттар бірлік болды. Қант қызылшасы суспензиясының тіршілікке қабілеттілігін анықтау әдістемесінде, тірі жасушаны 0,003% концентрациялы көк метиленмен бояды. Суспензиялық культураның өсу фазасына тәуелдене отырып, тірі жасушалар үлесі 67%-тен 93%-ке өзгерді.

Осылайша, мұнан былайғы қант қызылшасы селекциясын жасушалық деңгейге көшіру жүзеге асты және қант қызылшасы суспензиялық культурасының сипаттамасы алынды.

Қолданылған әдебиеттер

1. 
   Амерханова М.Б., Рахимбаев И.Р.
   

Извести АН КазССР 1985, №2, стр. 90-91.

2. 
   Амерханова М.Б.
   

V съезд ВОФР тез.докл., Минск, 1998, стр.1.

Л.Н.Гумилев атындағы Еуразия ұлттық университетінің студенті, Астана

Ғылыми жетекші: Жаманкара А.К.

Maral-bt89@mail.ru
Қазақстан дүние жүзі бойынша мұнай державасы болып саналатын елдердің қатарынды. Мұнай қоры бойынша дүние жүзінде 13-ші орынды иеленсе, ал мұнай шикізатын өндіру көлемі бойынша 18-ші орынды алады. Европа және Азия елдері ішінде Қазақстан Ресей, Ұлыбритания, Норвегиядан кейінгі төртінші орында тұр. Территориямыздың 1 млн 700 мың шаршы шақырымын мұнай және газ қоры алып жатыр. Қазіргі таңда 208-ден астам мұнай газ кен орындары ашылған. Басым көпшілігі Батыс Қазақстан облысы аумағында шоғырланған [1].

Мұнай және мұнай өнімдерін өндіру, өңдеу және тасымалдау жердің топырақ қабатының құнарлығына кері әсерін тигізеді. Құнарлы топырақ мол өнім екені белгілі. Сонымен бірге біздің планетамызда топырақ маңызды басқа да роль атқарады. Жердің топырақ жамылғысында және оның гумустық қабатында тірі организмдердің және олардың биогенді энергиясының негізгі бөлігі орналасқан. Осыдан «топырақ-организмдер» экологиялық жүйесі биосфераның қалыптасуының, тұрақтылығының және өнімділігінің бас механизмінің бірі болып табылады.

Қазақстан Республикасының энергетикалық жоспары алдағы ұзақ уақытта «қара алтынды» өндіру көлемін жоғарылатуды көздейтіні белгілі. Бұл мұнай құбырларының кеңеюі мен мұнай және мұнай өнімдерін тасымалдау мөлшерінің көбеюіне әкеледі.

Сондықтан, жаңа апаттар мен мұнай және мұнай өнімдерінің төгілу қауіптілігін жоққа шығаруға болмайды.

Топырақ қабаты болып жатқан процестер мен өзгерістер туралы ақпаратты жинап, қоршаған ортаның өзіндік индикаторы болып табылады.

Топырақтың антропогендік деградациялануы негізінен мұнай өндіретін, тасымалдайтын және өңдейтін аймақтардың мұнай және мұнай өнімдерімен ластануымен байланысты. Мұнай және мұнай өнімдері биосфераны ластайтын заттар ішіндегі негізгілерінің бірі болып табылады.

Мұнай және мұнай өнімдерімен ластану жаңа экологиялық жағдай тудырады, табиғи биоценоздың терең өзгерісіне және толық трансформациясына әкеледі. Ластанған топырақ жалпы ерекшелігі: топырақ мезо және микрофаунасының түрлік және сандық шектелуі. Топырақтық мезофаунаның жаппай жойылуы: апаттан соң үш күн аралығында топырақ жануарларының көп түрлері өліп, немесе ластанбаған топырақпен салыстырғанда 1% ғана құрайды. Оларға ең улы әсерді мұнайдың жеңіл фракциясы тигізеді [1, 2].

Аз уақыт ингибирленгеннен соң ластану әсеріне жауап ретінде топырақтың микроорганизмдер кешенінің тез көбеюі мен белсенділігінің артуы байқалады. Ең алғаш көмірсутекті тотықтырғыш бактериялар саны ластанбаған топыраққа қарағанда тез көбейеді. Көмірсутектерді залалсыздандыру процесіне қатысатын «арнайы» топтар пайда болады.

Микроорганизмдердің максимум мәні ферменттер санымен байланысты. Микроорганизмдердің ең көп мәнге жетуі негізінен мұнайдың табиғи деградациялануының екінші сатысында байқалады.

Топырақта мұнай және мұнай өнімдерінің ыдырау барысында микроорганизмдер саны ластанбаған топырақтағы микроорганизмдер санына жақындайды. Бірақ көмірсутек тотықтырғыш бактериялар саны көпке дейін үлкен мән көрсетеді.

Экологиялық жағдайдың өзгерісі өсімдік организмдерінің фотосинтездеу белсенділігін тежейді. Ең бірінші топырақ балдырларының өсуіне әсерін тигізеді. Сондай тежегіштердің бірі болып шикі мұнай және минералды сулар болып табылады.

Жоғары өсімдіктердің фотосинтездеу функциясының өзгерісі, соның ішінде дәнді-дақылдар. Кейбір жұмыстар ластанған топырақта көп ферменттер белсенділігінің төмендегенін көрсетті. Ластану нәтижесінде каталаза, уреаза, гидролаза, протеаза, нитратредуктаза, ферменттерінің белсенділігі төмендейді. Дегидрогеназа белсенділігі артады.

Топырақ қабатының ластануы оның тұрақты функцияларын бұзады: физико-химиялық қасиетін өзгертеді, биохимиялық процестердің сипаттамасын, микробиотаның белсенділігін төмендетеді. Осыған байланысты топырақтың мұнай және мұнай өнімдерімен ластану өзекті проблемасы қарастырылып, топырақ қабатының жағдайына экологиялық баға беріліп, оны шешу жолы келтіріледі [3].

Мұнай және мұнай өнімдерімен ластанған топырақтың өзіндік тазару және қайта қалпына келу процестері өте ұзақ, көптеген ғалымдардың айтуы бойынша шамамен 20-25 жыл уақыт аралылығында жүзеге асады екен.

Мұнай өнімдерін топырақтан тазартудың әлемдік тәжірибеде қолданылатын әдістері экстракция, физикалық адсорбция, пиролиз, өртеу және т.б әдістер экономикалық және экологиялық жағынан тиімсіз болып келеді.

Сондықтан бұл проблемаға байланысты жүргізілген бірнеше зерттеулерге қарамастан, аймақтың табиғи жағдайларының ерекшеліктерін есепке ала отырып тазарту әдістерінің тиімді түрін қажет етеді.Қазіргі уақытта тазартудың тиімді тәсілінің бірі көмірсутектерді тотықтырушы микроағзалар көмегімен тазарту болып болып табылады.

Зерттеуіміздің мақсаты Қаражанбас кен орнының мұнайымен ластанған топырақты көмірсутектерді тотықтырушы микроағзалар көмегімен тазарту.

Қаражанбас кен орны Маңғыстау облысының территорниясында Бузачи түбегінде, шамамен Ақтау қаласының 200 км қашықтықтағы солтүстік бөлігінде орналасқан. Кен орны 1974 жылы шамамен 303 метр тереңдікте мұнай кені табылғаннан кейін ашылған болатын Бұл өлке биоклиматтық сипаты бойынша сұр-қоңыр топырақты шөл зонасына жатады.

Топырақтағы мұнай және мұнай өнімдерінің мөлшерін анықтау гравиметриялық әдіспен орындалды. Ол үшін мұнайды хлороформмен экстракциялайды, содан кейін хлороформды сығындыдан гексанмен экстракциялайды.

Аналитикалық зерттеулер тың сынамалы топырақтарда жүргізілді. Сынаманы алу уақыты мен лабораторияға түсу уақыты арасы 2-3 күн. Топырақтың биологиялық белсенділігі мен оның өзіндік тазаруын қалдық мұнай және мұнай өнімдерінің болуына, топырақтың ферменттік белсенділігіне, демалу қарқындылығына, микроорганизмдердің маңызды физиологиялық топтарының санына және химиялық құрамына қарап бағалайды.

Топырақтағы мұнай және мұнай өнімдерінің массалық концентрациясын «ФЛЮОРАТ-02» сұйықтық анализаторныда өлшенді.Өлшеуге арналған топырақты

Көмірсутегі тотықтырғыш микроорганизмдер эколого-трофикалық микроорганизмдер топтарының ішіндегі ең маңыздыларының бірі, себебі әртүрлі биотоптарда толық тотықсызданған көмірсутегі молекулаларын зат алмасу процесіне қатыстырады. Дәлірек, олардың мұнай және мұнай өнімдерін ыдыратуда маңызды роль атқарады. Сондықтан, көмірсутектерді тотықтырғыш микроағзалар функционалды белсенділігінің интенсивтілігі биотоптарда маңызды практикалық мәнге ие және мұнай және мұнай өнімдерімен ластанған топырақтың қайта қалпына келуі тікелей байланысты. Кейбір микробиологиялық зерттеулердегі мәліметтер бойынша көмірсутектерді тотықтырғыш бактериялар ластанған топырақта бірінші жарты жылдық ішінде максималды мәнге дейін жетеді. Зерттеу кезінде ластанған сынамада 1 г топыраққа 1,89×10⁵ түзілген колония бірлік мәні, яғни басқа сынамаларға қарағанда бір дәрежеге жоғары мән көрсетуі, ластану дәрежесінің жоғары екендігін және табиғи жағдайда КТ микроорганизмдерінің өзіндік тазарту процесін белсенді түрде бастап кеткенін көрсетеді Сонымен, мұнайдың табиғи ыдырауында КТ бактериялардың алатын орны өте зор. Соған байланысты топырақты тазарту шараларында метаболиттік белсенділігі жоғары, мұнай және мұнай өнімдерін жақсы ыдырата алатын сол топырақтың құрамындағы микроорганизмдер штамын бөліп алу шараларының практикалық маңызы зор [1, 3].

1. 
   Справочник месторождения нефти и газа Казахстана. – А. 2005г – 55 б.
   
2. 
   Орлов Д. С., Амосова Я .М. Методы оценки нефтезагрязненных почв// Биотехнологические методы охраны окружающей среды. Тезисы докладов. – Самарканд, 1988 ж. 57 б.
   
3. 
   Халимов Э. М., Левин С. В., Гузев В.С.// Экологические и микробиологические аспекты повреждающего действия нефти на свойства почвы//Вестник Московского ун-та, серия: Почвоведение, 1996.-№2.-59 б.
   

Қазіргі уақытта бұл әдістерді селекциялық - генетикалық зерттеулерде қолдану өнімділіктің жоғарылауымен және кейбір ауыл шаруашылығы дақылдарының сапасын арттырумен байланысты бірқатар мәселелерді шешуге мүмкіндік берді. Әсіресе бұл әдеттегі селекция мен генетика әдістері мүмкін емес немесе қандай да бір қиыншылықтар кездесетін саласының мәселелеріне қатысты (1).

Каллус ұлпаларының бәрі бірдей, біркелкі болады деп түсіну қателік. Каллустар морфрологиялық белгілері және өсу қарқындылығы мен көгеру қабілеті жағынан да әр түрлі болады (2).

Қандай да селекциялық бағдарламаның басты тәжірибелік тапсырмасы өсірілетін ауыл шаруашылығы дақылдарының сорттарын таңдап алу немесе қажетті белгілерін жақсарту мақсатында генетикалық өзгергіштіктің диапазонын кеңейту болып табылады. Регенерант - өсімдіктердің арасындағы түрлену бар өзгергіштіктің шегін кеңейтіп, селекциялық жұмыстарда сәтті қолданылады. Сондай-ақ, in vitro дақылында ерекше жағдайдан in vivo жағдайында жөнді өзгермейтін жасушалар пайдасына қызмет ететін диплоидты таңдаудың арқасында мүлдем бола алмайтын мутация түрлері алынады (3).

Кестеде көрсетілгендей регенерантты өсімдіктердің басым бөлігі стерильді емес ортада адаптация процесі кезінде тіршілігін тоқтатты. Сондықтан, өсімдіктердің тіршілікке қабілеттілігі 28 – 50% арасында ауытқып отырды. Нәтижелер анализі тіршілік ету қабілетіне генотип те, регенерантты өскіндер алынған каллусты ұзақ өсіру де әсер ете қоймайтынын көрсетті. Іn vitro жағдайында 90 тәулікпен 720 тәулік аралығына дейін өсірілген. Неосыпающийся 1 сорты өсімдіктерінің тіршілікке қабілеттілігі 50 % құрады.

Ұзақ қайталап өсірілетін дақылдар каллусында регенерантты өсімдіктердің максималды саны Неосыпающийся 1 сортынан алынған. Регенерантты өскіндердің жеткілікті көлемінен, азғантай ғана регенерантты өсімдіктер пайда болған. Таловец 50 сортымен салыстырғанда Неосыпающийся 1 сортының бір бұршақ өсімдігінің тұқым түзуі 90-360 тәулікте 8 тұқымнан, Таловец 50 сортында 5 тұқымнан түзілді. Неосыпающийся 1 сортында 361-720 тәулікте 7 тұқымнан, ал Таловец 50 сортында 6 тұқым түзілген.

Тірі қалған және өсуін жалғастырған регенерант өсімдіктер морфологиялық жағынан өзара күрт ерекшеленді. Ол сабақ ұзындығы, жапырақ тақтасы, аралық байламдар саны, бұршақ саны, өсімдіктегі тұқым салмағы сияқты белгілерге байланысты болды. Регенеранттардың басым бөлігі аралық байламдары небары 10-15 см құраған төмен сабақты болды. Өсімдіктер екі-үш бұршақ пайда болғып, 1-2 өнімді байлам түзіліп, тез гүлдеді. Бұршаққындағы жалпы бұршақ саны беспен сегіздің арасында ауытқып отырды.

Тұқымдар жиі солғын және қалыптаспаған болған. Тұқымдық ұрпағының өсімдіктерінің регенеранттары фенотип жағынан бастапқы генотиптерден ерекшеленбеген, тозаңдану және тұқым байлануы жоғары болған.

Кейбір регенеранттар ары қарай өскенімен, мүлде гүлдемеген немесе стерилді болған. Басқа регенерант өсімдіктер морфологиялық жағынан жақсы дамыған, қуатты дамумен сипатталып, молынан гүлдеп, тұқым байлаған.

Бақыланған регенерант өсімдіктің морфологиялық өзгешеліктері өсіру жағдайының күрт өзгеруімен байланысты морфоз болуы мүмкін.

Осылайша, ұзақ ауыстырылып өсірілетін бұршақтың дамыған тамырлы регенерант өсімдігін алу мүмкіндігі көрсетілген. Жоғарыда аталған сорттардың арасында Неосыпающийся 1 сорты адаптациялану жағынан және тұқым түзу жағынан басымдылық танытқан.

Әдебиеттер

1. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе - М.: ФБК-Пресс, 1999

2. Уәлиханова Г.Ж. Өсімдіктер биотехнологиясы – Алматы: «Дәуір», 2009

3. Скаукрофт У.Р. Сомаклональная изменчивость: миф о клональном единообразии - М.: Агропромиздат, 1990

Евразийский Национальный Университет им. Л.Н.Гумилева

г. Астана, РК

e-mail:modnicy@mail.ru

Криосохранение – это глубокое замораживание и хранение клеток, тканей и органов растений при сверхнизкой температуре (-196°С). На небольшой лабораторной площади может депонироваться значительное количество образцов гермоплазмы. Для глубокого замораживания вегетативно размножаемых видов, к которым относятся плодовые и ягодные культуры, чаще всего используются апикальные меристемы, выделяемые из асептических растений, и покоящиеся почки. После длительного хранения в дьюарах с жидким азотом осуществляется регенерация целого растительного организма, являющегося генетической копией исходного растения./1/

В настоящее время ведутся работы по усовершенствованию методов криосохранения. В Институте физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук под руководством А.С. Попова разработаны способы криосохранения меристем земляники, картофеля, моркови, т.д., а также проводится изучение криоповреждений в процессе криосохранения in vitro ./4/ Работы по усовершенствованию методов криоконсервации меристем винограда, картофеля проводятся на Украине в Институте проблем криобиологии и криомедицины. В США криоконсервация уже давно является основным способом сохранения генетического материала плодовых, ягодных культур и винограда. Создана Национальная система сохранения гермоплазмы растений, в которой с 1983 г. используется хладохранение in vitro, а с 1987 г. - методы криоконсервации. Собирается и хранится гермоплазма растений со всего мира при температуре жидкого азота –196˚С. В Казахстане исследования по криогенному хранению растений in vitro начаты в 2002 году в Институте физиологии, генетики и биоинженерии растений под руководством академика НАН РК, профессора И.Р. Рахимбаева.

Методы: В настоящее время глубокое замораживание клеток тканей и органов получило широкое распространение в медицине и животноводстве. Трудности криосохранения гермоплазмы растений связаны с особенностями строения их клеток, отличающихся большими размерами, сильной вакуолизацией и, следовательно, большим содержанием воды. В связи с этим, развитие криогенного способа хранения растительного материала было связано, прежде всего, с разработкой методов, позволяющих избежать механического повреждения мембран внутриклеточными кристаллами льда и чрезмерного обезвоживания клеток, возникающего при формировании льда. В настоящее время разработаны несколько эффективных способов криоконсервации растительных тканей in vitro: метод инкапсуляции-дегидратации, метод витрификации, метод медленного программного замораживания.

Метод медленного замораживания заключается в постепенном охлаждении растительных тканей в программируемом замораживателе (фризере) до -40°С. После достижения этой температуры ткани переносят в жидкий азот (-196°С). При достаточно медленной скорости охлаждения формирование льда начинается во внеклеточном пространстве, клетки успевают потерять часть свободной воды и, таким образом, предотвращается кристаллизация воды внутри клеток. Меристемы предварительно обрабатывают криопротекторами, повышающими вязкость внутриклеточных растворов и ослабляющими повреждения клеток. На жизнеспособность апикальных меристем, криосохраненных с помощью этого метода, большое влияние оказывает скорость охлаждения. Для различных видов растений эта скорость варьирует от 0,1 до 0,8 градусов в минуту. Для каждой культуры необходимо подобрать оптимальную скорость замораживания.

В последние годы широкие перспективы открываются для использования методов витрификации и инкапсуляции-дегидратации, как наиболее доступных, относительно простых в исполнении и не требующих приобретения дорогостоящего оборудования. Большое развитие эти методы получили в работах Б. Рид и Э. Бэнсон с коллегами для целого ряда плодовых, ягодных и других сельскохозяйственных культур.

В большинстве методик криосохранения особенно важным этапом является предварительная обработка растительных тканей. Предобработка тканей может включать: химическую обработку с использованием осмотических или проникающих криопротекторов, холодовую акклиматизацию пробирочных растений, обработку высушиванием в потоке воздуха или с использованием высушивающих веществ. Предобработка используется для того, чтобы растения выдержали воздействие токсичных криопротекторов и процедуру замораживания. Главная задача предобработки – обезвоживание клеток и стабилизация клеточных мембран.

Для предобработки клеток, тканей или пробирочных растений часто используют осмотически активные соединения (сахароза, манит) или регуляторы роста, такие как абсцизовая кислота (АБК). В ранней работе Уизерса и Стрита было показано, что прекультивирование клеток на среде с высоким осмотическим потенциалом улучшает их выживание.

2. Reed B. M. The basics of in vitro storage and cryopreservation // National Clonal Germplasm Repository, Corvallis, O.R. USA. – 2001. – 34 p.

3. Withers L.A., Street H.E. Freeze preservation of cultured plant cells: III. The pregrowth phase // Physiol. Plant – 1977. - V.39. – P.171-178.

4. Попов А.С. Криогенное хранение культур клеток растений // Культура клеток растений. М., 1981. - С.150-162.

Евразийский национальный университет им. Л.Н.Гумилева

Астана, Казахстан,E-mail.kamilla-l.@inbox.ru
Нитраты – соли азотной кислоты, которые являются источником азота для микроорганизмов и растений. Когда поступление нитратов превышает потребности органического синтеза, и они начинают накапливаться в корнях, листьях, в плодах различных сельскохозяйственных культур. Многие виды сельскохозяйственных культур непосредственно употребляются человеком, а кормовые культуры идут на корм скоту. Как известно в ассимиляции нитратов ключевую роль играет фермент нитратредуктаза,которая восстанавливает нитрат до нитрита. Далее нитрит через нитритредуктазу, гидроксиламинредуктазу и глютаматсинтазу включается в аминоксилоты. В случае избытка нитратов нитритредуктаза не успевает восстанавливать нитрит и в результате накапливаются и нитраты и нитриты.

[H] Амины RNH₂
NO₃^- NO₂^- RNH-NO₂

Гемоглобин крови Нитрозамины

(канцерогены)



Метгемоглобин

(не способен переносить О₂) РАК

Головокружение, отдышка, смерть от удушья

Избыток нитратов в почве практически всегда приводит к избытку нитратов в растениях. Нитраты не оказывают токсического воздействия на растения. Применение необоснованно высоких доз азотных удобрений, неудовлетворительное качество азотных удобрений, неравномерное их распределение по поверхности поля при их внесении, чрезмерное увлечение поздними подкормками сельскохозяйственных культур удобрениями также являются причинами, вызывающими чрезмерное содержание нитратов в урожае сельскохозяйственных культур, сырье и продукции. Содержание нитратов различно не только в отдельных культурах, но и в сортах. Распределение нитратов тесно связано с видом растения. Так, нитраты практически отсутствуют в зерне злаковых культур и в основном сосредоточены в стеблях и листьях. Зеленые культуры накапливают большое количество нитратов, как правило, в стеблях и черешках листьев. Среди семейств, охватывающих овощные культуры, наибольшей способностью к накоплению нитратов отличаются капустные, тыквенные, сельдерейные, пасленовые. Наибольшее количество нитратов накапливают редька белая, свекла столовая, салат, шпинат, редис. А такие культуры, как томат, перец сладкий, баклажан, чеснок, горошек, отличаются низким содержанием нитратов. Среди многих причин, обусловливающих накопление нитратов в растении, следует выделить следующие: видовая и сортовая специфика накопления нитратов; условия минерального питания. Видовые различия растений по накоплению нитратов зачастую обусловлены локализацией нитратов в отдельных органах растений. Выяснение особенностей локализации нитратов в разных органах и тканях представляется важным как для понимания механизмов перераспределения и запасания нитратов в ходе онтогенеза, так и диагностики качества продукции овощных и кормовых культур.

Следующим источником нитратов и нитритов являются колбасные изделия. Уровень нитратов в колбасных изделиях выше, чем в исходных продуктах, вследствие добавления нитратных солей в ходе изготовления колбас. Нитратные соли используются для придания соответствующей окраски получаемым продуктам. В ряде зарубежных стран соли азотной кислоты используются в качестве консервантов. Нитраты и нитриты добавляют в готовую мясную продукцию с целью улучшения её потребительских свойств и для более длительного хранения (особенно в колбасных изделиях). В сырокопчёной колбасе содержится нитритов 150 мг/кг, а в варёной колбасе - 50-60 мг. Образование нитритов в этих продуктах зависит от обсемененности их микроорганизмами и условий хранения. Чем меньше кислотность, тем благоприятнее условия для размножения микрофлоры, а значит, и синтеза нитритов. Но, как ни странно, пока большинство населения, теоретически осуждая добавки нитратов в колбасные изделия, продолжает ежедневно употреблять их в пищу, без предварительной обработки (например, без кипячения, при котором выходят нитраты и нитриты из колбас).

Из нитратов, ежедневно попадающих в организм взрослого человека, 70% поступает с овощами, 20% – с водой и 6% – с мясом и консервированными продуктами.

Для определения нитрита в растительных продуктах использовали метод окрашивания с N-(1-нафтил)-этилендиамин дигидрохлоридом (НЭДА)и сульфамиламидом. При pH 2-2,5 азотистая кислота образует с сульфаниламидом диазониевое соединение:

Из экстракта брали 200 мкл и добавляли 0.5 мл НЭДА и 0.5 мл сульфаниламид. Время окрашивания составляло 10-15 мин. После окрашивания смесь доводили водой до 3 мл. Интенсивность окрашивания измеряли на спектрофотометре “Spekol” при длине волны 543 нм.