Морфологические свойства бактерий и методы их выявления
жүктеу/скачать 389.5 Kb.
|
- Бұл бет үшін навигация:
- Подготовка предметных стёкол
- 2.3. Размеры клеток
| МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РФ
ФГАОУ ВО «Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского» Речкин А.И. Копылова Г.Е. Кравченко Г.А. МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА БАКТЕРИЙ И МЕТОДЫ ИХ ВЫЯВЛЕНИЯ Учебно-методическое пособие Рекомендовано методической комиссией института биологии и биомедицины для студентов высших учебных заведений, обучающихся по направлениям подготовки 06.03.01 "Биология", 05.03.06 "Экология и природопользование" Нижний Новгород 2015 УДК 579.63 ББК Речкин А.И., Копылова Г.Е., Кравченко Г.А. МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА БАКТЕРИЙ И МЕТОДЫ ИХ ВЫЯВЛЕНИЯ: Учебно-методическое пособие – Нижний Новгород: Нижегородский госуниверситет, 2015 – 34 с. Рецензент: проф., д.б.н. Заславская М.И. Учебно-методическое пособие «Морфологические свойства бактерий и методы их выявления» предназначено для студентов, обучающихся по направлениям подготовки 06.03.01 "Биология", 05.03.06 "Экология и природопользование", изучающих общую микробиологию и экологию бактерий, выполняющих практические задания на занятиях малого практикума. Ответственный за выпуск: председатель методической комиссии института биологии и биомедицины ННГУ, д.п.н., профессор И.М. Швец УДК 579.2 ББК
Введение 1. Приготовление препаратов 1.1. Подготовка предметных стекол 1.2. Приготовление мазка 1.3. Высушивание 1.4. Фиксация 1.5. Окрашивание мазков 2. Методы окрашивания препаратов 2.1. Методы окрашивания препаратов 2.2. Основные морфологические группы бактерий 2.3. Размеры клеток 2.4. Дифференциальные (сложные) методы окраски 2.5. Методы окрашивания препаратов для выявления спор 2.6. Способы выявления и окраски капсул 2.5. Методы окрашивания препаратов для выявления запасных веществ 2.6. Методы окрашивания препаратов для выявления подвижности 2.7. Методы окрашивания препаратов для выявления кислотоустойчивости 3. Исследование микробов в живом состоянии 3.1. Препарат «раздавленная капля» 3.2. Препарат «висячая капля» 4. Краски, применяемые для окрашивания препаратов 4.1. Приготовление красящих растворов 4.2. Рецепты некоторых красителей, индикаторов и растворов Список литературы
и некоторые другие. Изучение морфологии и строения микроорганизмов, величина которых измеряется в большинстве случаев микрометрами (1 мкм = 0, 001 мм), возможно только с помощью микроскопов. Различные методы микроскопирования позволяют с наибольшим успехом выявлять разные характеристики микробов. Световые микроскопы предназначены для изучения микроорганизмов размером не менее 0,2 мкм, электронные – для изучения более мелких объектов (структуры микроорганизмов и тканей). В медико-биологических исследованиях, помимо световой микроскопии, применяются фазово-контрастная, интерференционная, люминесцентная, поляризационная, стереоскопическая, инфракрасная микроскопия и др. 1. Приготовление препаратов Прежде чем воспользоваться тем или иным методом микроскопирования необходимо подготовить клетки особым образом. Исследуют микроорганизмы в окрашенном или нативном состоянии. Изучение микроорганизмов в окрашенном состоянии является наиболее распространенным в микробиологии методом. Этот метод имеет много достоинств: 1) позволяет изучить морфологические особенности микробов и дает возможность найти различия между ними, а иногда даже точно определить изучаемый микроорганизм; 2) удобен в практической работе, так как значительно легче производить исследование, пользуясь убитыми микробами, чем живыми (особенно при изучении патогенных микроорганизмов); 3) легко доступен благодаря простоте техники окрашивания. Приготовление окрашенного препарата включает: 1) приготовление мазка; 2) высушивание мазка; 3) фиксацию; 4) окраску. Препараты приготовляют на совершенно чистых предметных стеклах.
Стекло может быть признано чистым, если помещенная на него капля воды легко расплывается по поверхности, а не принимает шаровидную форму или распадается на отдельные капельки. Очистка стекол производится следующим образом: новые стекла кипятят в 1% растворе соды, после чего промывают водой, затем слабой соляной кислотой и вновь водой. Стекла, бывшие в употреблении, сначала помещают на 2 часа в концентрированную серную кислоту (или в смесь 100 частей серной кислоты и 50 частей двухромовокислого калия на 1000 частей воды). После этого кипятят в щелочи (сода, поташ, едкая щелочь, зола), а затем тщательно промывают водой. Вымытые стекла хранят в склянках с притертой пробкой в 96° спирте или же, вынув из спирта и, вытерев досуха, сохраняют сухими в закрытых склянках. Иногда перед приготовлением препарата стекло насухо натирают кусочком мыла и протирают сухой фильтровальной бумагой.
Термином мазок обозначают процесс равномерного распределения исследуемого материала по поверхности стекла. Мазок должен быть тонким, так как только при этом условии он удобен для изучения. Необходимо также, чтобы мазок имел определенную форму и размеры. Материал в мазке должен быть распределен равномерно и в центре и на периферии, именно такое распределение материала значительно облегчает и ускоряет его изучение. Хорошо приготовленный тонкий мазок должен быть размером 1–2 см2, круглой или овальной формы. В некоторых случаях, когда исследуется большое количество бактериальных культур, на одном стекле можно разместить до 10–12 препаратов меньшего размера. Для приготовления мазка на чистое предметное стекло наносят небольшую каплю воды и бактериологической петлей в нее помещают исследуемый материал. Если препарат готовят из культуры, выросшей на плотной среде, то, соблюдая правила асептики, берут петлей немного материала и часть его погружают в каплю воды, слегка растирая в ней, а остаток культуры на петле сжигают в пламени горелки. Остудив петлю, приступают к изготовлению мазка: сначала краем петли культуру равномерно размешивают в капле, а затем, положив петлю всей плоскостью, равномерными круговыми движениями распределяют каплю. Мазки должны содержать достаточно материала для полноценного исследования, но не должны быть чрезмерно толстыми, так как содержащиеся в них клетки невозможно будет дифференцировать. Если препарат готовят из суспензии бактериальных клеток, то берут каплю культуры петлей или пастеровской пипеткой и, поместив каплю на середину сухого чистого стекла, равномерно распределяют ее в форме мазка. После приготовления мазка петлю тотчас же, не выпуская из рук, стерилизуют в пламени горелки, а пипетку опускают в сосуд с дезинфицирующим раствором (рис. 1). Из вязкого материала, взятого у больного (гной, мокрота), удобно делать мазки следующим образом: исследуемый материал прокаленным и остуженным пинцетом или петлей наносят на середину предметного стекла, затем плотно прикрывают его другим предметным стеклом, помещая его так, чтобы осталась свободная левая треть нижнего стекла, и правая треть верхнего стекла. Взяв за свободные концы оба стекла, раздвигают их в стороны обеими руками: получаются два равномерных больших мазка (рис. 2). При движении оба стекла должны плотно прилегать друг к другу. Мазок из крови готовится иначе. Прикоснувшись предметным стеклом к выступившей при уколе капле крови, получают небольшую каплю на стекле и быстро, чтобы не дать крови свернуться, делают мазок: стекло кладут на горизонтальную поверхность и придерживают левой рукой; правой рукой к капле ставят под углом 45° шлифованное стекло, по краю которого равномерно растекается капля. Тотчас же, плотно прижимая шлифованное стекло в том же положении под углом, продвигают его справа налево по предметному стеклу, равномерно распределяя кровь тонким слоем по всей поверхности стекла (рис. 3). Толщина мазка зависит от величины угла между стеклами: чем острее угол, тем тоньше мазок.
Рис. 1. Последовательность действий при приготовлении препарата из культуры клеток 1.3. Высушивание Приготовленные на предметном стекле мазки высушивают при комнатной температуре на воздухе. Хорошо приготовленный тонкий мазок высыхает равномерно и быстро. Если же высушивание препарата замедлено, то препарат подогревают, держа стекло мазком вверх, в струе теплого воздуха высоко над пламенем горелки. Это нужно производить крайне осторожно, не допуская перегревания мазка, так как при этом может произойти слишком быстрое и грубое свертывание микробных белков, что нарушит их структуру. Если препарат высушен не полностью, то при фиксации он окажется также испорченным; если высушиваемые препараты содержат заразный материал, их накрывают стеклянным 
Рис. 2. Приготовление мазка из клеток крови или гноя 
Рис. 3. Приготовление мазка крови с помощью предметного стекла колпаком, особенно летом, во избежание переноса микробов мухами и порчи самого препарата. 1.4. Фиксация После полного высыхания мазки фиксируют. Фиксация препарата имеет целью: 1) убить микроорганизмы, содержащиеся в мазке, и сделать безопасным дальнейшее обращение с ними; 2) зафиксировать на поверхности стекла содержащиеся в мазке микробные клетки, чтобы они не смывались при дальнейших манипуляциях; 3) сделать микробные клетки более восприимчивыми к окраске, потому что убитые микробные клетки окрашиваются лучше живых. Способов фиксации существует много. Наиболее простым, пригодным почти для всех объектов и самым распространенным в микробиологии является физический способ фиксации – фиксация жаром — нагревание в пламени горелки. Большим и указательным пальцами (или пинцетом) предметное стекло берут за край (ребра) мазком вверх, помещают в верхнюю, наиболее горячую часть пламени горелки. Плавными движениями руки предметное стекло проносят 2 – 3 раза над верхней частью пламени горелки. Вся манипуляция занимает 5—6 секунд, причем препарат подвергается действию пламени не более 2 секунд. Быстрота и кратность проведения препарата через пламя регулируются ощущением жжения: если препарат хорошо зафиксирован, то стекло при легком прикосновении им к тыльной поверхности левой руки тотчас по окончании фиксации слегка обжигает кожу, но не вызывает ощущения ожога. При излишнем перегревании мазок портится, вследствие сильного изменения структуры клеток; недостаточная же фиксация не достигает цели, так как мазок смывается при последующей обработке. В ряде случаев (например, при исследовании мазка крови, изучении тонких структур клетки простейших и спирохет) фиксация жаром оказывается слишком грубой. Тогда прибегают к фиксации препарата химическим способом с применением химических средств. При этом фиксатор наливают на мазок или препарат погружают в сосуд с фиксирующей жидкостью на определенное время, а затем высушивают. Для этого можно пользоваться одним из следующих способов фиксации:
Можно также применять для фиксации пары осмиевой кислоты или формалина (несколько секунд). Время фиксации зависит от применяемых в качестве фиксаторов веществ. 1.5. Окрашивание мазков Окрашивание микробов не является механическим процессом проникновения краски в микробную клетку. Механизм окраски микроорганизмов следует рассматривать как процесс физико-химический. Окрашивание клеток является в большинстве случаев весьма стойким, не поддается разрушению или простому вымыванию водой; нередко различные виды микробов по-разному реагируют с одними и теми же красками, что свидетельствует о неодинаковом химическом составе их клеточной стенки и цитоплазмы. В ряде случаев различные составные части микробной клетки избирательно окрашиваются разными красящими растворами. Наиболее пригодными для окраски микробов оказались анилиновые краски, главным образом основные и нейтральные. Кислые краски менее пригодны. Анилиновые краски поступают в продажу в виде сухих порошков, из которых в лабораториях приготовляют растворы. Сначала готовят насыщенные спиртовые растворы, сохраняющиеся впрок, но сами по себе непригодные для окраски бактерий. Из них готовят разведенные растворы, которые и применяют в повседневной практике. Окраска мазка производится после фиксации. Если мазок тонкий и трудно определить на какой стороне стекла он находится, достаточно подышать на стекло, чтобы мазок явственно выступил, тогда как вся поверхность стекла, где мазка нет, равномерно запотевает. Можно также слегка поцарапать мазок петлей: от нее останется след. Количество краски должно быть таким, чтобы покрыть всю поверхность мазка; достаточно нескольких капель краски, наливаемых при помощи пипетки. По истечении срока окрашивания краску сливают с препарата и промывают его легкой струёй воды. При этом со стекла смывается только лишняя краска; краска же, адсорбированная клетками, остается. Оставшуюся на стекле воду осторожно удаляют или, отсасывая ее краем фильтровальной бумаги, или слегка прижимая кусочек бумаги к мазку. Окрашенный мазок должен быть совершенно сухим, так как остаток воды образует с иммерсионным маслом, нанесенным на мазок, эмульсию, мешающую микроскопированию.
Способы окрашивания микробов делятся на простые и сложные, или дифференциальные. Простая окраска позволяет быстро и хорошо ознакомиться с общей морфологией микробов, ввиду чего этот способ применяется в лабораториях наиболее часто. При простой окраске обычно употребляется только один краситель, чаще всего водно-спиртовой раствор фуксина или метиленовая синь. Фуксин красит быстрее (1 – 2 минуты), интенсивнее и окрашивает одинаково все виды бактерий. Метиленовая синяя красит медленнее (3 – 5 минут), менее ярко, но препараты получаются более ясными. Кроме того, она дает окраску различной интенсивности у разных видов бактерий.
клеток Разные методы окрашивания препаратов позволяют выявлять различные морфологические признаки бактерий. Исследования формы, размеров и взаимного расположения клеток после деления удобно проводить на препаратах окрашенных простым методом. Окраска разведенным фуксином На предметном стекле готовят мазок и фиксируют его в пламени горелки. Затем на охлажденный препарат на 1 – 2 минуты наливают разведенный фуксин. Краску смывают водой, препарат высушивают на воздухе и микроскопируют. Окраска щелочной метиленовой синькой На предметном стекле готовят мазок и фиксируют его на огне. На остывший мазок наливают метиленовую синьку на 2 – 3 минуты. Краску смывают водой и препарат высушивают. При окраске синькой дифференцируются ядро и цитоплазма. При окраске материала (гной, экссудат и т. д.), в котором кроме бактерий содержатся тканевые и клеточные элементы, целесообразнее употреблять метиленовую синьку. 2.2. Основные морфологические группы бактерий Бактерии представляют собой микроскопические организмы, величина которых в среднем колеблется от 0,5 до 6 мкм. В капле воды может находиться несколько миллионов микробов. Форма и величина бактерий могут меняться в зависимости от условий питания, культивирования и воздействия различных физических и биохимических факторов. Так, например, холерный вибрион (Vibrio cholerae) в старых культурах может принимать форму шаров, гигантских спирилл, амеб и т. д. Туберкулезная палочка (Mycobacterium tuberculosis) обладает склонностью давать ветвистые формы, а дифтерийной палочке свойственно ветвление и образование на концах булавовидных вздутий. Такое отклонение от обычной формы и размера у микробов носит название полиморфизма. Бактерии по своей форме разделяются на три основные группы, хотя их морфологическое разнообразие значительно богаче. К первой группе относятся микробы, имеющие шаровидную форму – кокки; ко второй – имеющие форму палочек, т. е. микробы, у которых длина больше, чем ширина. Наконец, к третьей группе относятся извитые формы – вибрионы, спирохеты и спириллы. Кокки. В процессе деления новые молодые клетки могут образовывать специфические скопления. По взаимному расположению клеток после деления кокки подразделяются на следующие морфологические группы (рис. 4): 1 – микрококки – клетки, располагающиеся беспорядочно по одной, изолированно друг от друга (Micrococcus roseus); 2 – диплококки, или парные кокки, – клетки, располагающиеся попарно или в коротких (4 - 6) цепочках, т.к. после деления в одной плоскости они не расходятся (Leuconostoc mesenterioides, Neisseria gonorrhoeae); 3 – стрептококки – располагаются в виде цепочек разной длины, образовавшихся в результате деления в одной плоскости (Streptococcus lactis); 4 – сарцины — группа кокков, клетки которых образуют плотно упакованные скопления, напоминающие кубики или тюки из 8 – 16 кокков делятся в трех перпендикулярных плоскостях (Sarcina flava, Sarcina ureae); 5 – стафилококки — неоформленные скопления кокков, напоминающие гроздья винограда, т.к. делятся в разных плоскостях (Staphilococcus aureus, Staph. epidermidis). Однако среди кокков встречаются такие, которые не имеют форму правильных шаров.    
1 2 3 4 5 Рис. 4. Бактерии. Шаровидные формы 1 — микрококки; 2 — диплококки; 3 — стрептококки; 4 — сарцины; 5 — стафилококки.
Кроме того, необходимо отметить, что форма клеток многих бактерий может меняться в зависимости от их физиологического состояния. Палочки. К. этой группе относятся микробы, имеющие цилиндрическую форму, которые различаются по размеру, расположению, форме концов (закругленные, заостренные, обрубленные) и способности к спорообразованию. Некоторые из них образуют эндоспоры (p. Bacillus, p. Clostridium) и в обиходе их называют бациллами, не образующие эндоспор (p. Salmonella, p. Pseudomonas и др.) – бактериями. Палочки, подобно коккам, могут давать различные сочетания (рис. 5). 
Рис. 5. Бактерии палочковидной формы
К третьей группе относятся бактерии, извитые в виде спирали. Среди них различают слегка изогнутые клетки в виде запятой – вибрионы; спирально извитые микроорганизмы – спириллы и спирохеты (рис. 6). 
1 2 3 
Рис. 6. Извитые формы 1 — вибрион; 2 — спирилла; 3 — спирохеты 2.3. Размеры клетокРазмеры клетки определяют под микроскопом c помощью окулярной линейки (микрометра). У кокков измеряют диаметр, у других форм — длину и ширину клетки. Результаты измерений выражают в микрометрах (мкм). Для измерения лучше использовать живые, а не фиксированные клетки, так как фиксация и окраска может несколько изменить их размеры. Если клетки подвижны, препарат слегка подогревают или к капле исследуемой суспензии добавляют каплю 0,1%-ного водного раствора агар-агара. В окуляр микроскопа вставляют окулярную линейку. Для этого вывинчивают глазную линзу окуляра, помещают на его диафрагму окулярную линейку и завинчивают линзу вновь. На столик микроскопа кладут препарат, фокусируют объект и определяют, скольким делениям линейки соответствует длина и ширина клетки при данном увеличении микроскопа. Чтобы результат был достоверным, измеряют не менее 10—20 клеток. Результаты вносят в таблицу. Однако делениями окуляр-микрометра нельзя непосредственно измерить клетку, так как цена деления окулярной линейки зависит от используемого в каждом случае объектива. Поэтому необходимо определить цену деления окулярного микрометра для данного увеличения микроскопа и выразить ее в микрометрах. Это делают с помощью объективного микрометра. Объективный микрометр (рис. 7) представляет собой металлическую пластинку с отверстием в центре, в которое вставлено стекло. На стекло нанесена линейка длиной 1 мм, которая разделена точно на 100 частей, так что одно деление ее соответствует 0,01 мм или 10 мкм. Для определения цены деления окулярной линейки на столик микроскопа вместо препарата помещают объективный микрометр и вначале при малом увеличении фокусируют изображение линейки. Затем перемещают линейку объект-микрометра в центр поля зрения и только после этого меняют объектив на тот, при котором измеряли клетки. Перемещая столик микроскопа и поворачивая окуляр, устанавливают микрометры так, чтобы их шкалы были параллельны и одна перекрывала другую. Совмещают одно из делений шкалы окулярного и объективного микрометров и находят следующее их совмещение. Устанавливают, какую часть деления объективного микрометра составляет одно деление окулярной линейки, и умножают полученное число на 10. Таким образом получают цену деления окулярного микрометра в микрометрах для данного увеличения микроскопа. Например, в два деления объективного микрометра, т. е. в 20 мкм, укладывается 9 делений окулярного микрометра, следовательно, одно деление окуляр-микрометра при данном увеличении микроскопа соответствует 2,22 мкм (рис. 7). Зная, скольким делениям окулярной линейки соответствует длина и ширина изучаемого объекта, умножают цену деления окуляр-микрометра на эти числа. Полученные числа (длину и ширину клетки в мкм) вносят в таблицу. 
Рис. 7. Объект-микрометр – а. Совмещение шкал окулярной линейки и шкалы объект-микрометра 2.4. Дифференциальные (сложные) методы окраски При сложных методах окраски микробов на один и тот же препарат воздействуют несколькими растворами. К сложным методам относится окраска по Граму, Циль-Нильсену, по Нейссеру и т. д. Многие сложные методы окраски можно рассматривать как один из первых этапов идентификации микроорганизмов. Окраска методом Грама позволяет дифференцировать бактерии с разным строением клеточной стенки. Методы окрашивания препаратов для выявления Грам принадлежности Все микробы по отношению к окраске методом Грама делятся на две группы: а) грампозитивные или грамположительные; б) грамнегативные или грамотрицательные. Эти группы бактерий различаются в частности строением клеточной стенки (рис. 8). 
а) Строение клеточной стенки гр- бактерий 
б) Строение клеточной стенки гр+ бактерий Рис. 8. Строение клеточной стенки гр+ и гр- бактерий Восприимчивость к окраске по Граму определяется толщиной клеточной стенки и ее химической структурой. Клеточная стенка грамположительных микробов представляет собой многослойный пептидогликановый (муреиновый) «мешок» толщиной 20 – 60 нм. Микрофибриллы пептидогликана, переплетаясь между собой, образуют густую сеть, пронизанную порами. С пептидогликаном клеточной стенки ковалентно связаны тейхоевые и липотейхоевые кислоты, выступающие на поверхность клетки через поры пептидогликанового каркаса. Способность грамположительных клеток при окраске по Граму удерживать комплекс йода с кристаллическим фиолетовым (генцианвиолет) связана, во-первых, со свойством многослойного пептидогликана взаимодействовать с красителем и, во-вторых, со структурой пор пептидогликана, которая препятствует вымыванию красителя при обработке мазка бактерий спиртом. Клеточная стенка грамотрицательных бактерий содержит 1 – 2 слоя пептидогликана, т.е. ее толщина намного меньше (10 – 20 нм), чем у грамположительных микроорганизмов. В состав клеточной стенки грамотрицательных бактерий также входит наружная мембрана, связанная бимолекулярным слоем липидов поверхностного слоя пептидогликана. Наружная мембрана имеет мозаичную структуру, состоящую из молекул фосфолипидов, полисахаридов и белков. Белки наружной мембраны, получившие название поринов, окружают гидрофильные поры, через которые проходят водные и другие молекулы массой до 800 Да. Грамотрицательные бактерии при обработке препарата спиртом вследствие недостаточного количества пептидогликанов в клеточной стенке утрачивают комплекс йода с кристаллическим фиолетовым, обесцвечиваются и затем приобретают контрастный цвет дополнительного красителя. Чаще всего в качестве дополнительного красителя используют фуксин. Метод окраски по Граму стал основным методом, с которого начинается таксономическая идентификация выделенных от больного патогенных и условно-патогенных микроорганизмов.
Для окраски по классическому методу Грама необходимы следующие растворы: 2) раствор Люголя; 3) спирт 96°; 4) разведенный фуксин. Техника окраски по Граму.
Видоизмененный способ окраски по Граму (по А. Синеву)
Образующийся красящий комплекс генцианвиолет + йод окрашивает клетки в фиолетовый цвет. Если клетки не обесцвечиваются спиртом, то они сохраняют эту окраску и являются грамположительными (Гр+). Если же при обесцвечивании спиртом клетки теряют красящий комплекс и впоследствии окрашиваются фуксином в красно-розовый цвет – они считаются грамотрицательными (Гр-). Окраска по Граму, предложенная Hucker (1922)
Раствор А: - кристаллический фиолетовый (генцианвиолет) – 2 г - этиловый спирт 96% – 20 мл Раствор Б: - аммоний щавелевокислый – 0,8 г - вода дистиллированная – 80 мл Раствор В: - йод кристаллический – 1 г - калий йодистый – 2 г - вода дистиллированная – 300 мл Раствор Г: - сафранин (2,5% раствор в 96% этаноле) – 10 мл - вода дистиллированная – 100 мл При использовании любого варианта окраски по Граму грамположительные бактерии окрашиваются первым красителем – кристаллическим фиолетовым, приобретая темно-фиолетовый цвет. Грамотрицательные микроорганизмы при обработке препарата обесцвечиваются, а затем принимают цвет дополнительной контрастной краски – розовой или красной. 2.5. Методы окрашивания препаратов для выявление спор Некоторые микроорганизмы в неблагоприятных условиях переходят в своеобразное малоактивное состояние, называемое криптобиозом. Такое состояние характеризуется целым рядом изменений, как в физиологической активности клеток, так и в морфологическом строении. Морфологическая структура, сопровождающая такие изменения, называется у некоторых бактерий эндоспорой, т.е. спорой образующейся внутри клетки. Споры бактерий характеризуются рядом цитологических и физиологических особенностей, благодаря которым их легко отличить от вегетативных клеток. Споры можно обнаружить при наблюдении живых клеток, дифференциальным окрашиванием цитоплазмы и по росту в среде, которую инокулировали суспензией клеток после пастеризации. Наблюдения живых клеток. Споры характеризуются более высоким показателем преломления света, поэтому при наблюдении клеток в светлом поле они видны как более темные включения округлой или овальной формы. При наблюдении с фазово-контрастным устройством споры имеют вид светлых включений на фоне почти черных клеток. Дифференциальная окраска цитоплазмы и споры основана на слабой проницаемости оболочки споры для молекул основных красителей, так как оболочка споры состоит из нескольких покровов и кортекса. Поэтому при простом окрашивании клеток фуксином или генциановым фиолетовым споры не окрашиваются и обнаруживаются в клетке в виде бесцветных зёрен. Для окраски спор пользуются специальными методами с применением протрав (кислоты или щелочи). Протравы разрыхляют оболочку споры, облегчая проникновение в нее красителя. Окраска спор методом Пешкова основана на там, что при нагревании окрашиваются споры и цитоплазма, однако, при промывании водой цитоплазма обесцвечивается, тогда как опора прочно удерживает краситель. На обезжиренном предметном стекле готовят мазок и после фиксации клеток заливают его метиленовым синим (по Леффлеру). Краситель доводят до кипения, держа предметное стекло над пламенем горелки. По мере испарения добавляют новые порции красителя. Продолжительность окраски 10 – 20 с. Затем препарат тщательно промывают водой, после чего клетки в течение 30 с докрашивают 0,5%-ным водным раствором нейтрального красного. Краситель сливают, препарат промывают водой и просматривают с иммерсионной системой. При правильном окрашивании клетки имеют красный, а споры — синий цвет. Одним из способов окраски, позволяющим выявлять эндоспоры, является окраска спор по методу Ожешко
Споры, стойко прокрасившиеся фуксином, окрашиваются в ярко-красный цвет; вегетативные клетки бактерий, обесцветившиеся в результате воздействия на фуксин серной кислоты, окрашиваются в синий цвет. Пастеризация и обнаружение роста В отличие от вегетативных клеток споры обладают высокой термоустойчивостью и после пастеризации остаются жизнеспособными. Поэтому если культура в процессе развития образует споры, то в среде, инокулированной суспензией клеток после их пастеризации, всегда наблюдается рост. Как правило, пастеризуют суспензию клеток 5 – 7-суточной культуры. 1 – 2 мл такой суспензии осторожно, не задевая стенок пробирки, переносят в стерильную пробирку. Эту пробирку и пробирку с таким же объемом воды и термометром ставят в ультра-термостат или водяную баню. Режим пастеризации 10 мин при 80°С или 15 мин при 75°С. Время пастеризации отмечают с момента достижения необходимой температуры в суспензии. По прошествии этого времени суспензию высевают на поверхность скошенной агаризованной среды или в жидкую среду. Пробирку с засеянной средой помещают в термостат на 2 – 3 суток, после чего отмечают рост культуры или его отсутствие. Записывают использованный режим пастеризации и полученные результаты. На основании этих результатов и наблюдений препаратов живых и окрашенных клеток делают вывод о способности исследуемого организма к образованию эндоспор. Для идентификации культуры недостаточно выявить только способность к спорообразованию. Необходимо выяснить вид спорообразования: бациллярный, клостридиальный или плектридиальный. Различают три вида расположения спор в клетке: центральное (спора находится в центре тела микроба), терминальное (спора располагается на конце) или субтерминальное (спора располагается ближе к одному из концов клетки). Спорообразующие бактерии могут различаться по форме и расположению споры в клетке, по образующемуся вздутию клетки вокруг споры и т.д. Так, можно различать округлые и эллипсовидные споры, расположенные терминально, субтерминально и центрально (рис.9).  
 
в) а) б) Рис. 9. Расположение эндоспоры в клетке: а) терминальное; б) субтерминальное; в) центральное Диаметр споры может не превышать диаметра тела микробной клетки, и форма палочки при спорообразовании не изменяется (бациллы). Диаметр споры может быть больше поперечного размера микробной клетки и тело ее в месте образования споры утолщается (клостридии). Форма, величина и расположение спор постоянны для каждого вида бацилл. 2.6. Способы выявления и окраски капсул Часто для выявления неокрашивающихся структур клетки, в частности капсул, используют негативные способы окраски препаратов. При этих способах исследуют микробов в неокрашенном виде, в то время как весь фон препарата окрашен каким-либо веществом, которое при приготовлении мазка распределяется на стекле вокруг микробов, но не адсорбируется ими. На окрашенном фоне ярко выделяются неокрашенные тела микробов, с точно обрисованными контурами.
Техника окраски.
Капсулы не окрашиваются, но резко очерчены, благодаря применению туши; клетки же бактерий окрашены и лежат внутри капсулы (рис. 10). Выявление капсул по методу Бурри На предметное стекло наносят каплю туши, а рядом с ней — каплю исследуемого материала. Обе капли тщательно, но быстро (чтобы не дать им высохнуть) перемешивают. Из полученной смеси делают мазок, как мазок крови. Когда мазок высохнет, его не фиксируя в пламени горелки, рассматривают с иммерсионной системой. Микробные клетки и капсулы не окрашиваются тушью и остаются бесцветными в виде ярко освещенных телец на темном фоне, поэтому данный метод получил название негативного. Для ознакомления с техникой окраски по Бурри можно приготовить мазок из зубного налета, где всегда имеется много разнообразных микробов. В каплю воды, помещенную у края предметного стекла, погружают небольшой кусочек зубного налета, взятого стерильной и остуженной петлей у шейки зуба, и равномерно эмульгируют его в капле. Затем рядом с каплей воды помещают каплю туши. Обе капли тщательно перемешивают петлей и из этой смеси делают фиксированный препарат, который затем окрашивают фуксином. При микроскопировании в поле зрения видны бактериальные клетки, окрашенные в розово-красный цвет с неокрашенной капсулой вокруг или без неё, на темном фоне туши. 2.7. Методы окрашивания препаратов для выявления запасных веществ У многих микроорганизмов в клетках накапливаются запасные вещества различной природы — полисахариды, жироподобные вещества, полифосфаты (волютин) и другие. 
Рис. 10. Капсулы, выявленные методом контрастирования Эти соединения выявляют, используя те или иные микрохимические реакции. Полисахариды в клетке чаще всего имеют вид гранул. Для их обнаружения к капле суспензии клеток исследуемого организма добавляют каплю раствора Люголя. Препарат покрывают покровным стеклом и просматривают под микроскопом, используя иммерсионную систему. Гранулы крахмалоподобных веществ окрашиваются в синий, а гранулы гликогеноподобных полисахаридов — в красновато-коричневый цвет. Реакция на гликоген хорошо идет только в кислой среде, поэтому перед выявлением в клетках гликогена среду, в которой выращивали микроорганизмы, подкисляют. Запасные вещества следует выявлять в клетках разного возраста. Жироподобные вещества. Гранулы и капельки жира часто встречаются в клетках микроорганизмов. Особенно интенсивно жироподобные вещества накапливаются при культивировании микроорганизмов на средах, несбалансированных по углероду и азоту, когда С : N больше 10, или на средах с органическими кислотами. В световом микроскопе капельки жира можно выявить по более сильному преломлению света, чем окружающая их цитоплазма. Однако чаще для выявления жироподобных веществ используют липофильные красители — Судан III или Судан черный В (0,3%-ный раствор в 70%-ном этаноле). Многие гранулы, окрашивающиеся Суданом, состоят из поли-β-оксимасляной кислоты.
Жироподобные вещества окрашиваются в темный цвет. Препараты микроскопируют с иммерсионной системой и делают заключение о накоплении жироподобных веществ в клетках исследуемых микроорганизмов. Полифосфаты. Многие микроорганизмы обладают способностью накапливать полифосфаты, которые часто называют волютиновыми (метахроматическими) гранулами или зернами. Волютин накапливается при избытке питательных веществ в окружающей среде. В клетке он выполняет роль запасных веществ для питания и энергетических потребностей. Волютин имеет большое дифференциально-диагностическое значение, поскольку среди патогенных микробов обнаруживается с большим постоянством только у C. diphteriae и P. mallei. Характерная особенность волютина — метахромазия и сродство к основным красителям. У бактерий и актиномицетов гранулы волютина локализованы в цитоплазме, у дрожжей и грибов — в вакуолях. Как правило, волютина больше в молодых клетках. Его легко выявить окраской по способу Омелянского, который основан на плохой растворимости волютина в растворах кислот.
При правильном окрашивании зерна волютина имеют красный цвет и хорошо видны на фоне синей цитоплазмы. Для выявления волютина у дрожжей применяют следующий способ. - Фиксированный над пламенем горелки мазок окрашивают метиленовым синим 3 мин.
Волютин имеет вид капель сине-фиолетового цвета на слабо-голубом фоне цитоплазмы. 2.8. Методы окрашивания препаратов для выявления подвижности Подвижность клеток лучше всего наблюдать в препарате «висячая капля». Если клетки подвижны, то они оживленно перемещаются в разных направлениях в поле зрения микроскопа. С возрастом даже хорошо подвижные клетки теряют подвижность, поэтому если у суточной культуры подвижность не обнаружена, необходимо просмотреть клетки более молодого возраста, например 12–15-часовые. В препарате «висячая капля» подвижность устанавливают только для клеток, имеющих жгутики или передвигающихся благодаря сокращению тела. Следует отличать подвижность клеток от броуновского движения. Броуновское движение – это пассивное перемещение клеток в довольно узких пределах, оно особенно заметно в густых суспензиях. Если движение клеток исследуемого организма напоминает броуновское, то, чтобы убедиться в собственной подвижности клеток, к капле исследуемых организмов добавляют каплю 5% водного раствора фенола или 0,1% раствора сулемы. Активное движение при этом прекращается тогда, как броуновское сохраняется. После установления подвижности клеток необходимо выяснить расположение жгутиков, что весьма существенно для определения таксономического положения микроорганизма. Подвижные бактерии в зависимости от количества и расположения жгутиков подразделяются на: монотрихи – с одним жгутиком; амфитрихи – жгутики расположены по полюсам клетки; лофотрихи – клетки, имеющие пучок жгутиков на одном из полюсов; перитрихи – клетки со жгутиками по всей поверхности тела. Окрашиваются жгутики с трудом, поэтому для их окраски применяют протравы, которые увеличивают толщину жгутиков и повышают возможность их окраски. При изготовлении препаратов для обнаружения жгутиков необходимо пользоваться очень чистыми хорошо обезжиренными стеклами.
Клетки легко теряют жгутики в момент приготовления мазка, поэтому необходимо обращать внимание на чистоту стекла и способ нанесения на него суспензии. Предметные стекла для окрашивания жгутиков должны быть тщательно обезжирены. Непосредственно перед приготовлением мазка стекло 3–4 раза проводят через наиболее горячую часть пламени горелки. Дают стеклу остыть и пастеровской пипеткой или петлей наносят 3–4 маленьких капли на обожженную поверхность стекла. Капли должны хорошо расплываться по стеклу и быстро высыхать. Высушенный мазок заливают на 15 мин протравой. Необходимо следить, чтобы протрава не подсыхала. За это время благодаря оседанию протравы на поверхности жгутиков увеличивается их диаметр, и они становятся видимыми в светлопольном микроскопе. Через 15 мин протраву смывают дистиллированной водой, и препарат окрашивают в течение 5 мин разбавленным фуксином Циля, погружая его мазком вниз в раствор красителя. Затем окрашенный препарат промывают, подсушивают и микроскопируют.
Приготовление мазка для окраски жгутиков производится с соблюдением некоторых предосторожностей. Петлей только прикасаются к поверхности 12–20-часовой агаровой культуры, стараясь взять минимальное количество клеток. Затем петлю вносят в пробирку с 2–3 мл стерильной воды и, не взбалтывая, держат неподвижно в воде 1—2 минуты. Вынув петлю, пробирку оставляют стоять 15 минут для более равномерного распределения клеток в воде. Каплю такой суспензии наносят на чистое предметное стекло, препараты фиксируют на огне и окрашивают специальными способами, причем перед окраской обрабатывают протравой, которая усиливает действие краски. 2.9. Методы окрашивания препаратов для выявления кислотоустойчивости Кислотоустойчивыми называют микробы, которые будучи окрашенными карболовым фуксином не обесцвечиваются под действием концентрированных минеральных кислот. Кислотоустойчивость — свойство, характерное для некоторых видов микобактерий и актиномицетов. Оно выражается в способности клеток микроорганизмов, фиксированных и окрашенных карболовым фуксином при нагревании, прочно удерживать краситель при последующей обработке их подкисленным спиртом или раствором минеральных кислот. Кислотоустойчивость связывают с особенностями химического состава оболочки, главным образом с наличием миколовых кислот. Способы окраски кислотоустойчивых микробов основаны на их способности окрашиваться сильно красящими растворами красок при нагревании. При последующем действии слабых кислот они не обесцвечиваются. Благодаря такой обработке, кислотоустойчивые микробы могут быть дифференцированы от других бактерий. Наиболее употребительна окраска предложенная Циль-Нильсен (1928) или Фробишером (1965). Техника окраски по методу Циля-Нильсена 1. На фиксированный мазок кладут кусочек фильтровальной бумаги, на которую наносят карболовый фуксин, и препарат окрашивают при нагревании до появления паров, после чего оставляют краску еще на несколько минут и дают препарату остыть 2. Бумагу снимают, сливают краску, препарат промывают водой. 3. Окрашенный препарат обесцвечивают 5% серной кислотой (10 – 30 секунд), наливая её на препарат. 4. После обесцвечивания остаток кислоты сливают и препарат промывают водой. 5. Докрашивают синькой Леффлера в течение 3 – 5 минут. 6. Окрашенный препарат промывают водой, подсушивают и микроскопируют. Обесцвечивание препарата можно также произвести 3% солянокислым спиртом. При этом методе окраски кислотоустойчивые микроорганизмы окрашиваются фуксином в рубиново-красный цвет и не обесцвечиваются кислотой, а другие, некислотоустойчивые – под действием кислоты обесцвечиваются и приобретают цвет дополнительного красителя – синий.
Кислотоустойчивые микроорганизмы окрашиваются в красный цвет, остальные – в синий. Раствор А: - фуксин основной – 0,3 г - этиловый спирт – 10 мл Раствор Б: - фенол (расплавленные кристаллы) – 5 мл - вода дистиллированная – 95 мл Раствор В: - метиленовый синий – 0,3 г - этиловый спирт (96%) – 30 мл Раствор Г: - КОН (1%) –100 мл
Краска Романовского-Гимза — смесь азура (органическая краска, получаемая из метиленовой синьки), эозина и метиленовой синьки. Будучи в растворе синего цвета, она окрашивает клеточную плазму в голубой цвет, а ядра клеток, зернистость, слизь, капсулы бактерий—в красно-фиолетовый цвет. Окраска по Романовскому-Гимза является одним из основных методов при изучении морфологии простейших кровепаразитов, спирохет, а также при исследовании форменных элементов крови. К 10 мл дистиллированной воды нейтральной или слабо щелочной реакции непосредственно перед окраской препарата прибавляют 10 капель краски и тотчас же наливают на фиксированный препарат (или погружают препарат в стаканчик с водой). Через 1 час краску сливают, препарат промывают водой, высушивают на воздухе и исследуют. Качество окраски зависит от свойств воды и надо проверять ее реакцию. 3. Исследование микробов в живом состоянии Нативные препараты, приготовленные по методике «раздавленная» и «висячая» капля позволяют очень быстро выявить некоторые морфологические параметры клеток: наличие жгутиков, форму клетки, наличие запасных питательных веществ, наличие чехлов и дополнительных оболочек и т.д. Особенно информативны такие препараты при использовании фазово-контрастной микроскопии. Часто представляет определённый интерес исследование микробных клеток именно в нативном состоянии, так как фиксация препаратов приводит к разрушению многих структур в клетке. 3.1. Препарат «раздавленная капля» На середину предметного стекла наносят петлей или пипеткой каплю исследуемого материала; эту каплю накрывают покровным стеклом, покровное стекло осторожно ставят ребром у края капли и медленно опускают, чтобы в жидкости не образовалось пузырьков воздуха (рис. 11). Удачно сделанная капля заполняет все пространство между покровным и предметным стеклом, но при этом жидкость не выступает за края покровного стекла. Если требуется рассматривать препарат продолжительное время, то края покровного стекла предварительно смазывают вазелином. 
Рис. 11. Препарат раздавленная капля 3.2 Препарат «висячая капля» Каплю исследуемого материала наносят на середину хорошо обезжиренного покровного стекла. Затем покровное стекло быстро поворачивают каплей вниз и накладывают на предметное стекло с углублением («лункой») в середине. Капля должна свободно свисать в углубление, не соприкасаясь с его дном и краями (рис. 12). Края выемки на предметном стекле следует предварительно смазать вазелином, таким образом, капля оказывается герметически закрытой во влажной камере и защищенной от высыхания. Если исследованию подвергается плотный материал, то его предварительно эмульгируют с физиологическим раствором в стерильной пробирке или на стерильном часовом стекле, откуда затем и берут часть материала для приготовления висячей капли. 
Рис. 12. Препарат «висячая капля» Микроскопируют препарат с объективом 40х или используют иммерсионную систему. Различают движение поступательное, качательное, вращательное и т. д. При исследовании живых микробов следует отличать активную подвижность бактерий, свидетельствующую о наличии у них невидимых жгутиков, от пассивного молекулярного (броуновского) движения, свойственного всем взвешенным в жидкости мелким частицам. Неподвижные микробы в препаратах раздавленной и висячей капли создают картину броуновского движения; подвижные – проходят с одинаковой скоростью большие пространства, в некоторых случаях – через все поля зрения, вращаясь вокруг своей оси. Нативные препараты микроорганизмов очень удобно изучать, используя фазово-контрастное микроскопирование. Размеры микроорганизмов можно измерить с помощью объект- и окуляр-микрометров, технологию работы с которыми можно найти в инструкции по пользованию этими приборами. 4. Краски, применяемые для окрашивания препаратов Краски, применяемые для бактериологических исследований, относятся к группе так называемых анилиновых. Но так как они получаются не только из анилина, но и из других производных каменноугольного дегтя: бензола, толуола и др., то правильнее называть их каменноугольными красками. Краски эти разделяются на «основные» и «кислые». Термины «кислые» и «основные» только определяют сродство краски к определенной части клетки. Основными красителями хорошо окрашиваются ядерный хроматин и базофильные структуры бактериальных клеток. Кислые красители окрашивают преимущественно цитоплазму клеток, реже клеточные стенки. Наиболее употребляемые красители основной и кислой групп: ОСНОВНЫЕ (базофильные) краски –
КИСЛЫЕ (цитоплазматические) краски – красные и розовые (фуксин кислый, эозин, эритрозин, тропеолин); желтые (лурантия, Конго, пикриновая кислота); черные (нигрозин – индийские чернила). Различают также нейтральные красители, избирательно окрашивающие отдельные компоненты цитоплазмы (судан III или нильский синий – окрашивает капельки жира). Флюорохромы – группа красителей, способных флюоресцировать при той или иной длине волны возбуждающего света. Несмотря на то, что флюорохромы выделены в самостоятельную группу, большинство из них следовало бы отнести к цитоплазматическим красителям.
10 мл насыщенного спиртового раствора фуксина 90 мл 5% карболовой кислоты
10 мл карболового фуксина 90 мл дистиллированной воды
30 мл насыщенного спиртового раствора синьки 100 мл дистиллированной воды 1 мл 1 % раствора щелочи Карболовый генцианвиолет 10 мл спирто-насыщенного раствора генцианвиолета 90 мл 5% карболовой кислоты Растворы генцианвиолета дают осадки при окрашивании. Вместо генцианвиолета можно пользоваться насыщенными спиртовыми растворами метилвиолета или кристалвиолета. Растворы карболовой кислоты можно брать 1%, а не 5%. Кроме того, для окраски по Граму можно пользоваться 0, 25% водным раствором метилвиолета или кристалвиолета без карболовой кислоты. Раствор стоек и осадка не дает. По методу Синева вместо раствора генцианвиолета применяют кусочки фильтровальной бумаги, предварительно пропитанные спиртовым раствором краски. Для этого листы фильтровальной бумаги, положенные на стекло, обливают 1—2% раствором краски в 96° спирте, затем бумагу высушивают и разрезают на кусочки величиной 2х4 см. Такие бумажки сохраняются в банках с притертой пробкой неограниченное время.
жүктеу/скачать 389.5 Kb. Достарыңызбен бөлісу:
|
